загрузка...
 
Глава 1. Материалы и методика Материалы
Повернутись до змісту

Глава 1. Материалы и методика Материалы

В этом разделе приведены данные по использованным в работе материалам. Более подробное описание собранного в каждом районе материала изложено в повидовых очерках.

Материал собран в четырех районах российской Арктики: на западном и северо-западном Таймыре, южном Ямале, в дельте Лены (Якутия), а также в Корякском нагорье, на северной Чукотке и острове Врангеля (рис.1).


Рис.1. Район работ. Места сбора материала по питанию гусей и казарок

 

Материал по краснозобой казарке собран на Западном Таймыре в 1996г. и Северо-Западном Таймыре в 2000г. В исследованиях по черной казарке использован материал из районов южной и северной Чукотки в 1991-1994 гг. и 2001-2002 гг., а также в северной Якутии в 1997 и 2002 гг., на острове Русском (архипелаг Норденщельда) в 1993г., на Северо - Западном Таймыре в 1997 и 2000 гг. Кроме того, использованы литературные данные по Аляске (Derksen, 1989) и Шпицбергену (Madsen, 1989). Питание пискульки изучено на материале, собранном на Южном Ямале в 1998г. и на плато Путорана в 2000-2003 гг. Для исследования питания белошея пробы собраны на южной и северной Чукотке в 1991-1994 гг. и 2001-2002 гг., а также на Командорских островах в 2005г. Р. А. Белобровом и автором в 2008 г. Материал по белолобому гусю и гуменнику собран на южной и северной Чукотке в 1991-1994 гг. и 2001-2002 гг.; на Северо-Западном Таймыре в 1997 и 2000 гг. и в Якутии в 2002г. Материалы 1991-1994 гг. по Нижнеанадырской низменности были собраны и любезно предоставлены для микроскопического анализа А.В.Кондратьевым, описания биотопов и условия сезонов для данного района приведены по статье А.В.Кондратьева, (1997г). Материалы по северной Чукотке, острову Русский и Анабару любезно предоставлены для обработки Е.Е. Сыроечковским младшим, по плато Путорана А.А. Романовым. Частично материал по питанию белого гуся собран на острове Врангеля в 1995г. автором и существенно дополнен в 2007г. сборами В.Д. Казьмина.

Методика

Исследование кормовой экологии арктических видов гусей, в значительной мере основано на результатах, полученных при использовании универсального копрологического метода, позволяющего определить качественный состав корма и долю отдельных видов растений в питании.

Раньше детальный анализ состава кормов гусей в гнездовых районах проводили путем отстрела птиц и исследования содержимого их желудков. Применение такого варварского способа не может быть оправдано. Естественно, что


Your complimentary use period has ended.

Thank you for using PDF Complete.

. гуманные и неинвазивные методы трофических исследований.

Примененный нами метод копрологического кутикулярного анализа, впервые описанный для гусей М.Оуэном в Великобритании (Owen, 1975), позволяет проводить качественное и количественное исследование состава кормов с помощью анализа проб экскрементов. Подобная методика также значительно упрощает исследования по пищевой энергетике (Owen, 1979).

Несмотря на явные преимущества, до недавнего времени метод копрологического анализа в Российской Арктике практически не использовали. Модифицированный метод копрологического анализа применен для изучения состава и качественного анализа кормов, оценке рационов и доли отдельных видов растений в питании некоторых видов гусей в течение гнездового периода.

Методы, используемые для изучения кормовой экологии, разделяют на две группы: анализ содержимого желудков и анализ экскрементов. В обоих случаях не употребляют предварительный анализ материала для облегчения микроскопического исследования кутикулярного слоя остатков растений, которые присутствуют в образцах. Это ограничивает диапазон размеров частиц, доступных для идентификации и, таким образом, уменьшает точность и представительность оценки источников пищи. Как следствие выводы могут быть ошибочны.

Метод микроскопического копрологического анализа. Наружные покровы растений представлены эпидермисом и покрывающей его кутикулой, а иногда и восковидным налетом. Эпидермис — клеточная структура. Клетки эпидермиса обычно бесцветные, располагаются в один ряд, тесно примыкают друг к другу: они «живые» — метаболически активные, и, за исключением расположенных в эпидермисе клеток устьиц (пор), лишены хлорофилла. В состав ткани эпидермиса входят следующие типы клеток: эпидермальные (или двигательные) клетки, защитные клетки, вспомогательные клетки и трихомы (волосовидные эпидермальные выросты). Эпидермальные клетки самые многочисленные, крупные и наименее специализированные. У однодольных растений они более вытянуты, чем у двудольных. Орнамент отпечатка скульптуры эпидермальных клеток, специфичен для таксонов разного ранга.

Кутикула — прозрачный слой бесструктурного вещества — кутина, лежащий поверх эпидермиса в виде тонкой пленки. Кутин продуцируется эпидермисом, представляет собой воскоподобное вещество, смесь высших жирных кислот и их эфиров. Эта пленка местами прерывается вкраплениями пектиноподобных веществ. Через такие участки лист может поглощать из попадающих на его поверхность растворов вещества, содержащие азот, фосфор, калий и другие элементы, необходимые для питания и нормальной жизнедеятельности растения.

Кутикула выполняет защитную функцию, обладает гидрофобными свойствами, служит для защиты от испарения и ожогов солнечными лучами — листья растений способны отражать до 40% солнечной радиации. Кутикула и эпидермис защищают внутренние клетки от быстрого высыхания; толщина этих наружных слоев часто говорит об адаптации вида к среде обитания. Так, у сосен и других узколистных вечнозеленых растений мощная кутикула весьма эффективно замедляет испарение, особенно зимой, когда в промерзшей почве содержится мало доступной для корней воды.

Верхняя и нижняя поверхности листа имеют различную структуру и выполняют разные функции. Кутикула нижней части листа, как правило, тоньше, чем на верхней; и толще у обитателей биотопов с аридным климатом (в Арктике растения

зоды и обладают толстой кутикулой, хотя климат засушливым назвать нельзя), чем у растений, живущих там, где недостаток влаги не ощущается.

Особенностью внутренней поверхности кутикулы является то, что на ней, как на восковой пленке, отпечатывается орнамент поверхности эпидермиса, образованный эпидермальными клетками. Эта характерная черта кутикулы взята на вооружение в зоологии и палеоботанике. В зоологии для исследований пищевой энергетики животных (определения качественного и количественного состава кормов с помощью анализа проб экскрементов) используется метод кутикулярного анализа растений (Owen, 1975). Этот метод микроскопического анализа основан на диагностике фрагментов растений при помощи идентификации отпечатка на кутикуле видоспецифичного орнамента, образованного эпидермальными клетками. Он снимает много ограничений на размер идентифицируемых частиц и делает микроскопический анализ образцов быстрым и относительно простым.

Метод, предложенный Оуэном, состоит в следующем. Участки эпидермиса растений, произрастающих в местах обитания изучаемых видов, выдерживают в глицерине и фотографируют, собирая базу данных, которые потом и сравнивают с фрагментами растительного материала из экскрементов птиц и млекопитающих для диагностики пищевых объектов. Для микроскопического анализа берут образцы экскрементов, которые сохраняют в 5% растворе глицерина и предварительно тщательно перемешивают. Из такой пробы получают пять препаратов на предметных стеклах 22х50 мм. На каждом стекле выделяют квадрат. В каждом квадрате фрагменты растений определяют и записывают. Через каждые 5 мм квадрат делят 4-мя трансектами, что дает 200 рассматриваемых точек. Из них около 100 попадают на фрагмент растения, т.е. получается 100 записей. Если 100 фрагментов не набирается, готовят следующий препарат (Owen, 1975).

Используя эту методику, успешно исследовали пищевую экологию черной казарки номинативного подвида на Западном Таймыре (Spilling et al., 1944). Тем не менее, хотя результаты кутикулярного анализа пищевых растений широко обсуждаются в литературе (Harwood, 1977; Ogilvie, 1978), детальное описание алгоритма исследования, как правило, в статьях опускается.

Мы модифицировали этот метод (Розенфельд, 1998, Кожевникова, 2000) и с успехом применили его для диагностики растений из экскрементов гусей и казарок, обитающий в Арктике, а также из экскрементов копытных Монголии и Калмыкии (сайгака, дзерена, домашнего скота), овцебыка и северного оленя о. Врангеля. Исследования проводили путем сопоставления результатов кутикулярного анализа экскрементов, визуальных наблюдений и геоботанических описаний мест кормежек. Пробы помёта высушивали до воздушно-сухого состояния, а затем обрабатывали по описанной ниже методике.

Традиционный анализ пищи фитофагов состоит из следующих этапов: 1) пробу замачивают в воде; 2) изготавливают временные микропрепараты, погруженные в воду или глицерол; 3) полученные препараты изучают под бинокуляром или микроскопом в зависимости от целей исследования.

Диагностика растений облегчается сравнением кутикулярного отпечатка орнамента поверхности эпидермиса проглоченных животным растений с рисунками или фотографиями эталонных образцов эпидермиса из базы данных. Однако орнамент эпидермиса может варьировать в разных частях растения. С помощью обычного анализа идентифицируют пищевые виды растений в образцах по особенностям слоистых структур эпидермиса.

Your complimentary use period has ended.

Thank you for using PDF Complete.

.ермалы-юго орнамента делают из свежесобранных пищевых растений. Препараты погружают в глицерол для просветления. Такие препараты очень недолговечны, не выдерживают длительного хранения и перевозки, кроме того, клетки эпидермиса могут деформироваться. Неопытный оператор не в состоянии отделить эпидермис на маленьких и узколистых растениях. Кроме того, полиморфизм орнамента и формы эпидермальных клеток значительно затрудняет диагностику. Собранные образцы замачивают в воде, затем погружают в глицерол, что приводит к разбуханию паренхимальных и мезофильных клеток в частично переваренном животным материале: клетки растения находятся на разных стадиях переваривания, что препятствует точной фокусировке микроскопа и приводит к диагностическим ошибкам.

Метод кутикулярного анализа основан на нескольких положениях:

Многим видам растений (вечнозеленых, листопадных психрофитов ("растений, произрастающих на влажных и холодных почвах), обитателей хорошо дренированных песчаных почв) свойственен утолщенный кутикулярный слой, который хорошо защищает листья.

Отпечаток орнамента эпидермиса растений на внутренней стороне кутикулы видоспецифичен и устойчив (например, не изменяется даже под воздействием пищеварительных энзимов в желудочно-кишечном тракте животных).

С биохимической точки зрения кутикула представляет собой аналог воска, и в нормальных условиях она устойчива к окислению сильными неорганическими кислотами, но гидролизуется щелочами.

Метод кутикулярного анализа состоит из следующих этапов:

1) составление гербария пищевых растений; 2) изготовление эталонных образцов эпидермиса; 3) составление базы данных в виде атласа рисунков или фотографий внутренней поверхности кутикулярного слоя и орнамента эпидермальных клеток на основе эталонных образцов; 4) предварительная обработка пищевых остатков для микроскопического анализа; 5) микроскопические исследования подготовленного материала.

Для составления гербария необходимо правильно этикетировать каждый образец. Растения собирают целиком, даже если для эталонного образца необходим только небольшой кусочек листа, стебля или цветка.

Для приготовления эталонных образцов эпидермис и кутикулу отслаивают от мезофилла (мягких внутренних тканей) путем мацерации, по обычной методике ботанической микротехники (Наумов, Козлова, 1954; Прозина, 1960). Мацерация разрушает межклеточный матрикс, и эпидермис распадается на отдельные клетки. Ее проводят с помощью концентрированной азотной кислоты в фарфоровом тигле при нагревании под вытяжкой: 5-10-мм фрагменты разных органов растений помещают в тигль и осторожно нагревают на спиртовке в 3-4-х каплях концентрированной азотной кислоты; работают на асбестовой подставке, чтобы избежать перегрева и нежелательных реакций. Обычно используют реакцию между азотной кислотой (HNO3) и поташом (K2CO3). Однако в нашем случае, эта реакция неприменима, поскольку нам необходима возможность останавливать процесс в любой момент. Ткани нагревают в течение 2-3 мин до тех пор, пока их цвет не поменяется с зеленого на оранжевый. Остатки переносят (обязательно под вытяжкой!) на маленькую чашку Петри, содержащую воду. Фрагменты эпидермиса, всплывшие на поверхность, помещают на предметное стекло, которое изучают под бинокулярной лупой. Неповрежденные фрагменты для эталонов отбирают

Your complimentary use period has ended.

Thank you for using PDF Complete.

носят на предметное стекло в каплю глицерола. Материал оставляют в глицероле на время от 30 мин до 3 ч.

Дальнейшие действия зависят от цели исследования. Недолговечные препараты могут быть получены просто путем накрывания капли глицерола покровным стеклом. Такие препараты не выдерживает длительного хранения и не могут быть использованы как эталонные, поскольку многие детали не различимы. Постоянные же препараты получают путем погружения выбранных частей эпидермиса в глицерол-желатин. Эта стандартная процедура описана в учебниках по ботанической микротехнике и не требует специальных реагентов и оборудования. Приготовленные образцы «запечатывают» путем лакирования краев покровного стекла для предотвращения высыхания. Такие препараты собирают в эталонный банк. Они должны быть зарисованы или сфотографированы на микроскопе с увеличением в 8-10-16-20-40 раз. Необходимо указать масштаб изображения. Каждый препарат снабжают этикеткой, на которой указан вид и орган растения, а также дата изготовления препарата и фамилия препаратора.

Например:

Oxytropis sordida (Willd.) Pers.

Остролодочник грязноватый (синецветковая форма)

Цветок Эпидермис Масштаб: ув. Х...

22.10.2000 Иванов И.И.

Приготовление материала для анализа проводят следующим образом. Высушенный до воздушно-сухого состояния материал перемалывают для получения частиц одинакового размера. Далее его очищают вымыванием на стекло или в чашку Петри, где тяжелые частицы оседают на дно, а эпидермис остается на поверхности. Очищенный материал помещают в каплю глицерола или воды на предметное стекло, накрывают покровным стеклом и исследуют под микроскопом.

Необходимо учитывать критерий репрезентативности образцов. Под термином «образец» или «проба» понимается число образцов вещества, собранных в данное время в данном месте. Число разных видов растений в образцах считают адекватно представленным, если новые виды не идентифицируют в последующих порциях. В каждом образце (капля под покровным стеклом) исследуют минимум 100 фрагментов растений. В каждом поле зрения все фрагменты растений считают и определяют. Наблюдения прекращают только после того, как в последующих полях зрения перестают встречаться новые виды. Анализ продолжают до тех пор, пока кривая, показывающая кумулятивное число диагностированных видов не выйдет на плато (рис. 2).


 

 

 

 

 

~^PDF

^Complete

 

 

Your complimentary use period has ended. Thank you for using PDF Complete.

 

 

 

 

 

 



Click Here to upgrade Unlimited Pages and

 

 

 

 

 

 

 

 

25

число видов растен ий в пробе

20

 

 

 

 

 

 

 

 

 

15

 

 

 

 

 

 

 

 

 



Использование кутикулярного копрологического анализа необходимо проводить только в сочетании с визуальными наблюдениями. Правильная интерпретация полученных результатов возможна только при их сопоставлении с геоботаническим описанием кормовых биотопов.

Для этого на всех посещаемых гусями кормовых территориях закладываются геоботанические трансекты. Они состоят из квадратов размером 15х20 см и отстоят друг от друга на 1 метр, внутри каждого квадрата каждые 7-10 дней, в зависимости от погодных условий, определяются до рода и учитываются все растения. Количество квадратов на трансекте и ее расположение зависит от рельефа: трансекта должна охватывать все зоны, которые могут быть выделены, начиная от уреза воды до сухой, мало посещаемой птицами тундры.

Итак, изучение питания каждого вида гусей происходит по сходной схеме. Оптимальный вариант исследования питания вида включает постоянный сбор проб помета и наблюдения за динамикой вегетации растительности в течение периодов, на которые делится жизнь птиц в гнездовой сезон: прилета, насиживания, вылупления птенцов, вождения выводков (линька) и предотлетного. По анализу проб, взятых преимущественно от конкретных птиц, определяется их рацион, т.е. динамика пищевых предпочтений в течение лета. Сопоставление полученных данных с динамикой вегетации растительности позволяет определить избирательность различных типов кормов или отдельных видов растений.

Таким образом, при общем анализе данных, фактов, описанных в литературе, и визуальных наблюдений за жизнью птиц определяется стратегия питания каждого вида и ее взаимосвязь с остальными областями его биологии.

Мы остановились только на качественном анализе питания и приблизительной оценке избирательности корма, но, тем не менее, можно утверждать, что с помощью этих методик можно осуществлять как количественный анализ питания гусей, так и исследования по энергетике.

Обычно в исследовании питания фитофагов выделяют 6 основных групп кормовых растений (Ларин, Шелковникова, 1985), мы же пользуемся собственной

Your complimentary use period has ended.

Thank you for using PDF Complete.

э удобна для иллюстрации особенностей питания именно гусей, и используем ее только в том случае, если речь идет об общих особенностях питания. При описании особенностей питания гусей на некоторых кормовых территориях (например, приморских маршах), мы не пользуемся классификацией кормов по делению на основные группы, а учитываем роль отдельных видов, составляющих фон всего кормового участка. Выделение бобовых в отдельную группу кормов не всегда целесообразно, поскольку растения этого семейства играют большую роль только в питании краснозобой казарки и белого гуся.



загрузка...