загрузка...
 
Е.А. Варюшина, М.А. Анциферова, Г.В. Александров, Е.Н. Минаева, Н.В. Пигарева, А.В. Петров, В.Г. Конусова, Е.Н. Исаева, В.Е. Бокованов, А.Ю. Котов, А.А. Казаков, А.В. Демьянов, А.С. Симбирцев ГНЦ  ГосНИИ особо чистых биопрепаратов, Санкт Петербург Модель осложненного течения раневого процесса у мышей на фоне иммуносупрессии, вызванной введением  гидрокортизона
Повернутись до змісту

Е.А. Варюшина, М.А. Анциферова, Г.В. Александров, Е.Н. Минаева, Н.В. Пигарева, А.В. Петров, В.Г. Конусова, Е.Н. Исаева, В.Е. Бокованов, А.Ю. Котов, А.А. Казаков, А.В. Демьянов, А.С. Симбирцев ГНЦ  ГосНИИ особо чистых биопрепаратов, Санкт Петербург Модель осложненного течения раневого процесса у мышей на фоне иммуносупрессии, вызванной введением  гидрокортизона

Применение глюкокортикоидов для моделирования осложненного течения раневого процесса основано на их свойстве снижать количество и функциональную активность иммунокомпетентных клеток и клеток  соединительной  ткани и вызывать ингибицию ангиогенеза  за  счет подавления синтеза ростовых факторов и провоспалительных цитокинов в раневом очаге.

Цель исследования  состояла в разработке и характеристике модели осложненного  заживления кожных ран у мышей на фоне длительного введения гидрокортизона (ГК). Проведено планиметрическое, гистологическое и морфометрическое исследование раневого очага, а  также изучение параметров иммунной системы при введении ГК. ГК вводили внутримышечно ежедневно в течение 14 дней в дозе 25 мг/кг; две полнокожные раны наносили на следующий день после первого введения ГК. Исследования проводили на 3, 5, 7, 9, 11 и 13 дни. Введение ГК приводило к  значительному снижению  скорости  заживления ран. При морфометрическом и  гистологическом исследовании показано снижение интенсивности реэпителизации и замедление формирования грануляционной ткани. Под действием ГК происходило уменьшение веса животных,  снижение количества лимфоцитов в периферической крови и в  селезенках животных и веса  селезенок. Данная модель осложненного заживления кожных ран на фоне общей иммуносупрессии позволяет изучать ранозаживляющие свойства фармакологических препаратов, в том числе рекомбинатных цитокинов. (Цитокины и воспаление. 2004. Т. 3, № 4. С. 14–20.)

Ключевые  слова:  осложненное  заживление раны,  глюкокортикоиды, иммуносупрессия.

Заживление раны—это сложный биологический процесс, включающий фазы воспаления, реэпителизации, образования грануляционной ткани и реорганизации внеклеточного матрикса [10]. В норме эти процессы протекают синхронно и приводят к достаточно быстрому заживлению ран. Одним из важнейших условий этого процесса является нормальная работа иммунной системы, с одной стороны, стимулирующей правильное развитие воспаления, что абсолютно необходимо для нормального заживления повреждения, и, с другой стороны, обеспечивающей нейтрализацию и элиминацию патогенов, всегда проникающих в рану. При хронических ранах наблюдают замедление заживления, которое особенно выражено при снижении показателей иммунитета, например, вызванном длительным увеличением уровня стероидных гормонов. Обладая противовоспалительным действием,  глюкокортикоиды могут вызывать значительное снижение количества и функций иммунокомпетентных клеток, ингибиции ангиогенеза, пролиферации фибробластов и синтеза компонентов внеклеточного матрикса [2]. Системное применение глюкокортикоидов снижает нормальную экспрессию провоспалительных цитокинов, которая необходима при заживлении раны  [7]. Механизм действия  глюкокортикоидов заключается как в прямой ингибиции транскрипции определенных генов, так и в подавлении активации NF ?B, основного транскрипционного фактора, регулирующего работу генов, связанных с воспалением и иммунным ответом [1, 3]. Воздействуя на функции клеток, которые являются важными при заживлении ран, применение глюкокортикоидов вызывает значительное замедление процесса репарации тканей. Известно, что у пациентов, принимающих  глюкокортикоиды или получающих другую иммуносупрессивную тераию, наблюдается значительное замедление заживления кожных ран [2]. В литературе имеются данные о применении гормона гидрокортизона (ГК) для моделирования процессов осложненного заживления ран в экспериментах, выполненных,  главным образом, на крысах. Так, было показано ухудшение заживления полнокожных ран, и описаны изменения некоторых параметров иммунной системы на фоне применения ГК у крыс [8].

Цель нашей работы состояла в разработке воспроизводимой модели осложненного заживления кожных ран у мышей, гистологической и морфометрической характеристике местных параметров заживления, а также в расширенном изучении изменений системных показателей иммунной системы на фоне длительного введения ГК.

Материалы и методы

Использовали белых беспородных мышей самцов массой 22–25  г  (Рапполово, Россия). Для нанесения ран животных анестезировали каллипсолом (80 мг/кг веса, в/м), на нижней части спины удаляли шерсть, кожу протирали 70° этанолом и ножницами наносили 2 полнокожные раны диаметром 4 мм. Животных держали в индивидуальных клетках. Для определения площади раневой поверхности раны фотографировали цифровой фотокамерой, изображения переносили на компьютер, калибровали и измеряли площадь раневого поражения с помощью программы Scion Image (NIH, USA). Результаты выражали в процентах от исходной площади. День нанесения ран  считали нулевым днем  эксперимента.  ГК  («Гедеон Рихтер», Венгрия) в дозе 25 мг/кг вводили внутримышечно ежедневно в течение всего эксперимента (14 дней), первый раз— за  сутки до нанесения ран. В качестве контрольной  группы использовали животных  с ранениями, не получавших инъекций  ГК. Эксперимент был проведен  три раза. Для  гистологического исследования область раневого поражения иссекали с участком интактной  ткани, фиксировали жидкостью Буэна, проводили через  спирты возрастающей концентрации и заливали в парафин. Готовили срезы  толщиной 5 мкм так, чтобы плоскость сечения проходила через центр раны перпендикулярно поверхности, и окрашивали по методу Массона. Для  гистоморфологических измерений использовали  световой микроскоп  с  системой визуализации изображений  (Leica, Germany). Интенсивность реэпителизации оценивали, измеряя длину новообразованного эпидермиса с обоих краев раны и ширину раневого ложа  с помощью программы Scion Image. Процент реэпителизации подсчитывали по формуле:  реэпителизации =  (общая длина новообразованного эпидермиса/ширина раневого ложа) ? 100. Для определения плотности  грануляционной  ткани подсчитывали количество клеточных ядер в поле  зрения. При  этом просматривали в среднем по 5 полей  зрения в новообразованной  грануляционной  ткани и высчитывали  среднее  значение. Каждое животное взвешивали до начала и в последующие дни  эксперимента. Для исследований  системных показателей у животных забирали периферическую кровь, селезенку и перитонеальный лаваж. Кровь собирали в пробирки с добавлением  гепарина  (50 ед./мл). Количество  лейкоцитов определяли путем разведения 10 мкл крови в 190 мкл 3 %  й уксусной кислоты с добавлением 0,1% го кристалл виолета и последующим подсчетом в камере  Горяева. Дифференциальный подсчет  типов лейкоцитов в мазках периферической крови и перитонеальных лаважей проводили после окраски по методу Романовского. Изучение окислительного взрыва фагоцитирующих клеток периферической крови проводили методом люминол зависимой  хемилюминесценции  (ЛЗХЛ) на приборе Victor 2  LKB— Wallac 1250 (Финляндия). Реакцию проводили следующим образом: в 96 луночные белые непрозрачные платы (Costar, USA) раскапывали по 120 мкл  стерильного раствора Хенкса  с рН 7,2, добавляли 20 мкл цельной крови, 40 мкл раствора люминола (Sigma, USA) в концентрации 10–4  М и 20 мкл опсонизированного сывороткой крови мышей зимозана  (Sigma, USA) в концентрации 1 мг/мл или 20 мкл раствора Хенкса. Платы помещали в прибор и инкубировали при температуре 37 °С. Люминесцентный  сигнал фиксировали в  течение часа, результат реакции выражали  светосуммой,  т.е.  количеством импульсов, накопленных за время исследования. Подсчитывали индекс  стимуляции ЛЗХЛ  как  отношение  значений индуцированной ЛХЗЛ к спонтанной. Перитонеальные лаважи получали методом промывания брюшной полости мышей  стерильной охлажденной до +4 °С средой RPMI 1640  (Sigma, USA), содержащей 20 ед./мл  гепарина и 1 %  гентамицина. Подсчитывали общее количество лейкоцитов в камере Горяева, на мазках считали относительное количество макрофагов. Селезенки взвешивали, механически  гомогенизировали и фильтровали через два  слоя марли. Эритроциты лизировали 0,83% м раствором  хлористого аммония, клеточную взвесь отмывали и подсчитывали количество  спленоцитов в камере  Горяева. Проводили дифференциальный подсчет  типов лейкоцитов  на  мазках  клеток  селезенки,  окрашенных  по  методу Лейшмана. Для  статистической обработки данных использовали  тест ANOVA и критерий Вилкоксона—Манна—Уитни. Различия считали достоверными при p<0,05. Данные представлены в виде средних  значений  ± ошибка  среднего  (mean ± SEM).

Результаты и обсуждение

Для выбора рабочей дозы, вызывающей значительное замедление заживления кожных ран, использовали ГК в дозах 5, 10, 25 и 40 мг/кг веса тела, препарат начинали вводить, как описано выше, со дня нанесения ран. Результаты по измерению площади раневой поверхности представлены в табл. 1.

Таблица  1 Изменение площади раневой поверхности при введении 0–25 мг/кг ГК

 

Примечание.  * — различия достоверны по  сравнению  с  контролем, р < 0,01  (n = 8–10).

Было показано, что при одинаковой начальной площади раневого поражения, через 10 дней после ранения у мышей, получавших 25 мг/кг ГК, площадь раневой поверхности была значительно больше, чем в контрольной  группе. В то же время, использование меньших доз ГК (5 и 10 мг/кг веса) не вызывало замедления заживления ран. Следует отметить, что при введении ГК в более высокой дозе (40 мг/кг веса) наблюдался воспалительный вал и нагноение по краям раны. Площадь раневой поверхности через 7 дней после ранения превышала исходную площадь раневого поражения на 33 %, то есть не происходило заживления ран. Т.о., для дальнейшей работы нами была выбрана доза ГК 25 мг/кг веса. Результаты, приведенные ниже, получены с использованием данной дозы ГК. Результаты измерения площади раневой поверхности на разных сроках заживления ран представлены на рис. 1. Полученные данные свидетельствуют о том, что при сходной начальной площади раневого поражения, начиная с третьего дня и в последующие дни измерений, площадь ран животных, получающих ГК, была статистически достоверно больше, чем у животных контрольной  группы. К 13 му дню после ранения у животных контрольной группы наблюдалось полное заживление ран, тогда как при введении ГК на этом сроке площадь раневого поражения составляла 11,54 ± 1,63 % от исходной. Гистологическое исследование препаратов ран  позволило детально изучить особенности течения раневого процесса при введении ГК (рис. 2). Нанесение кожной раны приводило к образованию струпа, представляющего собой фибриновый сгусток, интенсивно инфильтрированный лейкоцитами, который при окраске по методу Массона окрашивался в малиновый цвет. На

 

Рис. 1. Изменение площади раневой поверхности после нанесения кожных ран животным  контрольной  группы и животным, получавшим  ежедневные инъекции  гидрокортизона Достоверность p < 0,001 (ANOVA); представлены средние значения по результатам трех независимых экспериментов, n = 16–122.

 3 й день после ранения на препаратах был отчетливо виден язык вновь образованного эпителия, который, мигрируя вдоль поверхности раны, отсекал струп от жизнеспособных тканей. Морфологические отличия интактной соединительной ткани и очага раневого поражения позволили четко определить  границы раны и начало языка эпителизации. Интактная соединительная ткань за счет наличия коллагена окрашивалась по методу Массона в синий цвет, тогда как дно раны представляло собой подкожножировую клетчатку или  грануляционную ткань, бедные коллагеном. Грануляционная ткань начинала формироваться через три дня после повреждения под вновь образованным эпителием и состояла из воспалительных клеток, фибробластов и формирующихся сосудов. При анализе  гистологических препаратов раневых поражений было обнаружено, что на 7 й день в контрольной  группе 40 % ран полностью эпителизуются, а, начиная с 9 го дня, наблюдается полная эпителизация области повреждений в 100 % случаев. При введении ГК наличие полностью эпителизированных ран было отмечено только на 11 й день, когда они составляли 40 % всех ран; на 13 й день после ранения только 67 % ран были полностью покрыты вновь образованным эпителием. Необходимо отметить, что при макроскопическом наблюдении на данных сроках сложно отметить факт полного заживления раны, что связано с очень тонким слоем вновь образованного эпителия и с недостаточно сформированной соединительной тканью на месте раневого поражения. Поэтому, при оценке площади раневой поверхности полное заживление ран у животных контрольной группы наблюдается только на 13 й день после ранения  (см. рис. 1). Проведенные морфометрические измерения показали, что интенсивность реэпителизации ран на всех сроках наблюдения значительно ниже у животных, получавших инъекции ГК  (рис. 3). Т.о., при применении ГК у экспериментальных животных происходило значительное замедление реэпителизации ран, которая во многом определяет скорость заживления кожной раны. Возможные механизмы наблюдаемого снижения скорости реэпителизации ран могут быть связаны с действием ГК на синтез ростовых факторов для клеток эпителия, в частности, KGF (keratinocyte growth factor), который, как показано к настоящему времени, является одним из основных регуляторов активности кератиноцитов. Этот фактор стимулирует пролиферацию эпителиальных клеток  in vitro, а также усиливает реэпителизацию экспериментальных ран in vivo при местном применении [11]. Было показано, что  глюкокортикоиды ингибируют продукцию KGF  in vitro и  in vivo  [4, 5, 11]. Кроме того,

 

Рис. 2.  Гистологическая  картина раневого поражения после нанесения  кожных ран животным  контрольной  группы и животным, получавшим ежедневные инъекции  гидрокортизона

А — общий вид,  края раны, — край мигрирующего эпителия, ГТ — грануляционная ткань; объектив ? 2,5; шкала = 400 мкм. Б — участок грануляционной ткани с края раны (5 й и 7 й дни) и в центре раны (9 й и 13 й дни); объектив ? 100; шкала = 30 мкм.

глюкокортикоиды ингибируют синтез провоспалительных цитокинов, в частности IL1, который непосредственно индуцирует синтез KGF фибробластами [7, 11]. На гистологических препаратах раневых поражений нами также была исследована плотность грануляционной ткани. Результаты подсчета количества клеточных элементов в грануляционной ткани представлены на рис. 4. Было обнаружено, что при введении ГК плотность  грануляционной ткани значительно уменьшается. Это изменение может быть связано со снижением миграции лейкоцитов в раневую область, а также уменьшением миграции и пролиферации клеток соединительной ткани под действием ГК. Начиная с 9 го дня после ранения, различия в количестве клеток в  грануляционной ткани между контрольными и опытными животными сглаживались. Это, по видимому, связано с тем, что на этом этапе большинство клеток грануляционной

 

Рис. 3. Интенсивность реэпителизации  кожных ран  (процент раневой поверхности, покрытой  вновь образованным эпителием) у животных контрольной  группы   и у животных, получавших ежедневные инъекции  гидрокортизона Различия между группами достоверны, p < 0,05 (ANOVA); n = 3–9.

 

Рис. 4. Плотность  грануляционной  ткани  кожных ран  (среднее количество  клеточных ядер в поле  зрения)  у животных контрольной  группы и  у животных, получавших ежедневные инъекции  гидрокортизона Различия между группами достоверны, p < 0,01 (ANOVA); n = 3–8.

ткани подвергаются программированной клеточной  гибели, и заживление раны переходит в фазу синтеза компонентов внеклеточного матрикса и реорганизации ткани [10]. Также были обнаружены различия в распространенности  грануляционной ткани и скорости формирования коллагена. Так, у животных контрольной  группы на 3 й и 5 й дни после ранения область раневого поражения интенсивно инфильтрирована лейкоцитами, к 7 му дню  грануляционная ткань полностью заполняла дно раны, а с краев раны уже начиналось формирование коллагена (см. рис. 2). Напротив, при применении ГК на 3 й и 7 й дни после ранения дно раны было выполнено подкожно-жировой клетчаткой, и только через 7 дней после ранения начиналось формирование  грануляционной ткани с краев раны. Начиная с 9 го дня после ранения, у животных контрольной  группы при наличии полной эпителизации на месте раневого очага формировался шрам, наблюдались толстые параллельно организованные фибриллы коллагена. У животных, получавших инъекции ГК, на этом сроке отмечалось наличие  грануляционной ткани только с краев раны, а центральная часть раны заполнялась грануляционной тканью с незначительным количеством коллагена только к 13 му дню после ранения. Т.о., при длительном системном введении ГК наблюдается значительное замедление формирования и созревания грануляционной ткани и синтеза коллагена в раневом очаге. Известно, что  глюкокортикоиды значительно снижают экспрессию ростовых факторов PDGF (platelet derived  growth  factor)  и  TGF ? (transforming growth  factor ?), регулирующих развитие  грануляционной ткани, и их рецепторов, что отражается в замедлении созревания грануляционной ткани и, соответственно, заживления раны  [6]. Кроме того,  глюкокортикоиды прямо и опосредованно, через ингибицию синтеза провоспалительных цитокинов IL1? и фактора некроза опухолей ?, снижают экспрессию адгезионных молекул на эндотелиальных клетках, что подавляет миграцию клеток из кровеносного русла в очаг поражения  [1]. Также известно, что  глюкокортикоиды способны непосредственно ингибировать синтез коллагена фибробластами [9], что замедляет процесс реорганизации ткани. Для того чтобы понять, какие изменения в иммунной системе могут сопровождать описанные выше нарушения заживления ран, было проведено исследование параметров иммунитета экспериментальных животных. Для оценки общего состояния организма измеряли вес животных на протяжении всего периода наблюдения с интервалом в один день. Наблюдали снижение веса животных, которое начиналось с 3 го дня эксперимента и было наиболее выраженным на 9 й день, когда у животных, получавших ежедневные инъекции ГК, наблюдалось снижение веса на 25 %, тогда как вес животных контрольной группы снижался только на 5 %. Вес животных экспериментальной группы был статистически достоверно ниже веса  группы контрольных животных на всех сроках наблюдения (данные не представлены). Результаты измерения веса селезенок и количества клеток в селезенках на разных сроках после ранения приведены на рис. 5. Ежедневное введение ГК животным подопытной группы вызывало значительное снижение веса селезенки и количества спленоцитов, начиная с 3 го дня и на протяжении всего эксперимента (A. Gupta et al.  [8]). При моделировании замедления заживления кожных ран у крыс при длительном введении гидрокортизона также показали снижение веса селезенок. При анализе спленограмм не было найдено значимых отличий между группами в относительном количестве различных типов лейкоцитов в селезенке, при этом абсолютное количество лимфоцитов и миелоцитов в селезенке снижалось за счет уменьшения общего количества спленоцитов на фоне введения ГК (данные не представлены). Общее количество лейкоцитов в периферической крови не различалось между  группами на всех сроках наблюдения  (данные не представлены), но наблюдалось отчетливое перераспределение типов лейкоцитов. Из данных, приведенных на рис. 6, следует, что при введении ГК уже через 4 дня после начала инъекций  (3 дня после ранения) наблюдали значительное снижение относительного и абсолютного количества лимфоцитов в крови. Системное введение ГК в течение 14 дней приводило к снижению процентного содержания лимфоцитов в крови у животных опытной  группы почти в 5 раз. У животных контрольной группы этот показатель оставался на одном уровне в течение всего эксперимента. Абсолютное количество лимфоцитов в крови увеличивалось у животных контрольной группы на 3 й день после нанесения ран и оставалось повышенным в течение всего срока наблюдения, в то время как при введении ГК, напротив, количество лимфоцитов в периферической крови значительно снижалось. Параллельно со снижением относительного количества лимфоцитов в периферической крови животных при введении ГК наблюдалось увеличение процентного содержания нейтрофилов (молодых и зрелых форм)  (данные не представлены). Известно, что глюкокортикоиды снижают уровень циркулирующих лимфоцитов за счет индукции апоптоза предшественников лимфоцитов в тимусе, а также увеличивают количество нейтрофилов в периферической крови за счет повышенного выхода клеток из костного мозга и сниженной миграции из кровеносного русла в ткани [2].

 

Рис. 5. Изменение относительного веса  селезенки  (а) и  количества  спленоцитов  (б) после нанесения  кожных ран  у животных контрольной  группы и  у животных, получавших ежедневные инъекции  гидрокортизона  

* — различия между группами достоверны, p < 0,05;

** — p < 0,01; — различия с нулевым днем достоверны, p < 0,05;  — p < 0,01; n = 2–7.

 

Рис. 6. Изменение относительного  (а) и  абсолютного  (б)  количества лимфоцитов после нанесения  кожных ран  у животных контрольной  группы и  у животных, получавших ежедневные инъекции  гидрокортизона  

* — различия между группами достоверны, p < 0,05;

** — p < 0,01;

*** — p < 0,001;  — различия с нулевым днем достоверны, p < 0,05; — p < 0,01; n = 4–9

При оценке функциональной активности нейтрофилов периферической крови не были обнаружены статистически значимые различия при сравнении данных спонтанной и индуцированной ЛЗХЛ и индексов стимуляции ЛЗХЛ опытной и контрольной групп (данные не представлены). Однако, принимая во внимание увеличение общего количества нейтрофилов в периферической крови при введении ГК, можно сделать предположение о снижении удельной ЛХЗЛ нейтрофилов. По-видимому, причиной является выход в кровь из костного мозга под действием ГК незрелых форм нейтрофилов, функциональная активность которых снижена [12]. Анализ клеточного состава перитонеальных лаважей показал, что относительное количество макрофагов составляло в среднем около 60 % и значительно не изменялось на фоне введения ГК (данные не представлены).

Выводы

В результате проведенных исследований получена воспроизводимая модель осложненного течения раневого процесса у мышей. В ходе экспериментов нами подобрана оптимальная доза и схема введения ГК для замедления заживления полнокожных ран у мышей. Замедленное заживление ран связано со снижением интенсивности реэпителизации, а также формирования  грануляционной ткани. На фоне длительного применения ГК было выявлено ухудшение общего состояния животных и иммуносупрессия, которая выражалась в снижении веса селезенки и количества лимфоцитов селезенки и лимфопении в периферической крови. Предложенная модель может быть использована для изучения ранозаживляющего действия различных терапевтических препаратов, в том числе рекомбинантных цитокинов.

ЛИТЕРАТУРА

1. Barnes P.J. Antiinflammatory actions of glucocorticoids: molecular mecha nisms // Clin. Sci. — Vol. 94. — 1998. — P. 557–572.

2. Baxter J.D., Forsham P.H. Tissue effects of glucocorticoids // Am. J. Med. — 1972. — Vol. 53. — P. 573–589.

3. Blackwell T.S., Christman J.W. The role of nuclear factor ?B in cytokine gene regulation // Am. J. Respir. Cell. Mol. Biol. — 1997. — Vol. 17. — P. 3–9.

4. Brauchle M.,  Fassler R., Werner S. Suppression of  keratinocyte growth  factor expression by glucocorticoids  in  vitro and during wound healing  //  J.  Invest. Dermatol. — Vol. 105. — 1995. — P. 579–584.

5. Chedid M., Hoyle  J.R., Csaky K.G., Rubin  J.S. Glucocorticoids  inhibit  keratinocyte growth factor production in primary dermal fibroblasts // Endocrinology. — Vol. 137. — 1996. — P. 2232–2237.

6. Frank S., Madlener M., Werner S. Transforming growth factors     b1, b2, and b3 and  their  receptors are differentially  regulated during normal and  impaired wound healing // J. Biol. Chem. — 1996. — Vol. 271. — P. 10188–10193.

7. Hьbner G., Brauchle M., Smola H. et al. Differential regulation of proinflammatory  cytokines during wound healing  in normal and glucocorticoid treated mice // Cytokine. — 1996. — Vol. 8. — P. 548–556.

8. Gupta A., Jain G.K., Raghubir R. A  time course study  for  the development of an immunocompromised wound model, using hydrocortisone // J. Pharmacol. Toxicol. — 1999. — Vol. 41. — P. 183–187.

9. Russel S.B., Trupin J.S., Myers J.C. et al. Differential glucocorticoid regulation of collagen mRNAs in human dermal fibroblasts // J. Biol. Chem. — 1989. — Vol. 264. — P. 13730–13735.

10. Singer A.J., Clark R.A.F. Cutaneous wound healing  // New Engl.  J. Med. — 1999. — Vol. 341. — P. 738–746.

11. Werner S. Keratinocyte growth factor: a unique player in epithelial repair pro cesses // Cytokine Growth Factor Rev. — 1998. — Vol. 9. — P. 153–165.

12. Yamaguchi T., Yamaguchi T., Hayakawa T. Granulocyte colonystimulating factor promotes functional maturation of O2 –  generating system during differentiation of HL60 cells to neutrophillike cells // Arch. Biochem. Biophys. — 1998. — Vol. 353. — P. 93–100.

A model of delayed wound healing in glucocorticoid?treated immunocompromised mice E.A. Variouchina, M.A. Antsiferova, G.V. Aleksandrov, E.N. Minaeva, N.V. Pigareva, A.V. Petrov, V.G. Konusova, E.N. Isaeva, V.E. Bokovanov, A.Yu. Kotov, A.A. Kazakov, A.V. Demjanov, A.S. Simbirtsev State Research  Institute of Highly Pure Biopreparations, St. Petersburg

Systemic application of glucocorticoids  can  cause  severe defects  in wound healing due  to  their antiinflammatory and anti?proliferative activity. With the purpose of developing a model of delayed wound healing, hydrocortisone (25 mg/kg) was injected i.m. daily during 14 days; two full?thickness wounds were created in each mouse a day after the first injection of hydrocortisone. The wound surface areas were measured at several time points and wounded sites were excised for histological evaluation. Immune parameters,  such as  spleen weight, number of  spleen  lymphocytes, and number of  leukocytes, lymphocytes and neutrophils and peripheral blood neutrophils chemiluminescence were assessed. The results obtained  showed a  statistically  significant delay of wound healing  in hydrocortisonetreated mice. Histological examination indicated decrease in re?epithelization of wound surfaces and granula? tion  tissue  formation.  The analysis of  immune parameters  revealed  significant decrease of body and spleen weights and number of  lymphocytes  in peripheral blood and spleen. The model can be used to study the therapeutic potency of pharmacological preparations such as recombinant cytokines for delayed wound healing treatment. (Cytokines and Inflammation. 2004. Vol. 3, № 4. P. 14–20.)

Key words: delayed wound healing, glucocorticoids,  immunosuppression.



загрузка...