загрузка...
 
Активация базофилов крови человека лигандами Fcy-рецепторов: холинергический тюнинг А.П. Пронина, П.Г. Назаров Институт экспериментальной медицины РАМН, Санкт-Петербург
Повернутись до змісту

Активация базофилов крови человека лигандами Fcy-рецепторов: холинергический тюнинг А.П. Пронина, П.Г. Назаров Институт экспериментальной медицины РАМН, Санкт-Петербург

Изучали возможность активации базофилов крови человека лигандами Fcy-рецепторов и влияния холинергического аппарата базофилов на выброс гистамина. Исследование проводили с обогащённой фракцией базофилов, для стимуляции базофилов использовали различные лиганды Fcy-рецепторов, для воздействия на холинергический аппарат клеток — агонисты и антагонисты ацетилхолиновых рецепторов (карбахолин, армин, метацин, гексаметоний). Выход гистамина определяли методом Шора.

Экспрессию мембранного антигена CD203c — маркера активации базофилов оценивали проточной цитофлюориметрией. Результаты показали, что все лиганды Fcy-рецепторов (агрегированный IgG, С-реактивный белок, антитела к CD16 (Fcy-рецептору III типа)) активируют базофилы к секреции гистамина. Холинергическая стимуляция базофилов усиливает секрецию гистамина и зависит от активности ацетилхолиновых рецепторов мускаринового и никотинового типа. Холинергический тонус клетки влияет на характер ответа базофилов на лиганды Fcy-рецепторов. (Цитокины и воспаление.2008. Т. 7, № 4. С. 42-48.)

Ключевые слова: врожденный иммунитет, базофилы, CD203c, гистамин, С-реактивный белок, IgG, ацетилхолин, рецепторы никотинового и мускаринового типа.

Базофильные гранулоциты, или базофи­лы — это малочисленная популяция лейкоцитов периферической крови, содержащая цитоплаз- матические гранулы, которые окрашиваются основными красителями. Впервые базофилы были описаны в 1879 г. П. Эрлихом, который го­дом раньше открыл морфологически подобные клетки в тканях, которые он назвал Mastzellen, или тучными клетки.

Подобно тучным клеткам, базофилы имеют высокоаффинные рецепторы для иммуноглобу­лина ^Е (FceRI), перекрестная сшивка которых соответствующими антигенами (аллергенами) приводит к высвобождению множества медиато­ров, общих для обеих клеточных линий. Базофилы участвуют в аллергических реакциях и антипара­зитарном иммунитете.

Данные последних лет расширили представ­ление о роли базофилов в аллергических заболе­ваниях и иммунной защите. Было показано, что базофилы продуцируют и могут быстро выделять регуляторные цитокины, такие как IL-4 [4] и IL-13. Базофилы несут рецепторы CCR3 [6] и под влиянием CC-хемокинов (эотаксина, эотаксина-2, RANTES, MCP-2, 3, 4) мигрируют в места реакции на антиген, где повышают число IL-4-продуциру­ющих клеток. Они экспрессируют CD154 — лиганд CD40, с помощью которого контактируют с моле­кулой CD40 В-лимфоцитов, что, вместе с дейс­твием IL-4 и IL-13, способствует переключению В-клеток на синтез иммуноглобулинов класса IgE [8, 10]. Эти данные показывают, что роль базофи- лов не ограничивается эффекторными функциями в IgE-опосредованных реакциях.

Холинергическая регуляция активности туч­ных клеток и базофилов мало изучена, особенно с точки зрения возрастающего внимания к автоном­ной не-нейрональной холинергической системе иммунокомпетентных клеток, которая включает такие элементы, как синтез ацетилхолина (АХ), его разрушение и АХ-рецепторы мускаринового и никотинового типа (мАХР, нАХР) [9, 16, 18].

Мало известно о связи базофилов с факторами острой фазы воспаления, в частности, с С-реак- тивным белком (CRP) и о характере влияния CRP на реакции гиперчувствительности немедленного типа. Повышенная экспрессия CRP, пентраксина и известного маркера острой фазы воспаления, сопровождает начало любой формы иммунного от­вета [2]. Биологическая активность CRP зависит от его взаимодействия с клеточными Fcy-рецептора- ми (FcyR) [12]. Показано, что CRP может специфи­чески влиять на иммунные реакции в отношении антигенов, являющихся его лигандами, например, уменьшает продукцию защитных антител против фосфорилхолина (PC) клеточной стенки пнев­мококка [13]. CRP стимулирует фагоцитарную активность и другие функции макрофагов и ней- трофилов. Влияние CRP на функции базофилов и тучных клеток практически не изучено.

Целью работы было изучение возможности активации базофилов крови человека лиганда- ми Fcy-рецепторов и влияния холинергического аппарата базофилов на выброс гистамина. Ис­следование проводили с обогащенной фракцией базофилов, для стимуляции базофилов использо­вали агрегированный IgG человека, С-реактивный белок и моноклональные антитела против CD16, для воздействия на холинергический аппарат кле­ток — агонисты и антагонисты ацетилхолиновых рецепторов.

Материалы и методы

Базофилы выделяли из 30-40 мл гепаринизированной крови здоровых доноров, содержащей 50 ед/мл гепарина. На первом шаге протокола готовили смесь лейкоцитов путем спонтанного осаждения эритроцитов (в течение 30 минут при 37 °С) либо получали фракцию мононуклеарных клеток периферической крови центрифугированием на градиенте Ficoll-Paque (Phar­macia Fine Chemicals, Sweden) с плотностью 1,077 г/см3. Для получения фракции, обогащенной базофилами, использовали систему Basophil Isolation Kit II human (Miltenyi Biotec) для непрямого магнитного выделения базофилов из суспензии человеческих мононуклеаров крови. Клетки, не являющиеся базофилами (Т- и В-лимфоциты, НК, моноциты, дендритные клетки, эритроциты, тромбоциты, нейтрофилы, эозинофилы) обрабатывали сначала коктейлем биотин-коньюгированных антител против спектра клеточных антигенов, отсутствующих на базофилах, но представленных на других клетках крови — CD3, CD4, CD7, CD14, CD15, CD16, CD36, CD45RA, HLA-DR и CD235a, а затем инкубировали с магнитными микробусами, конLюгиро- ванными с антителами к биотину. Не-базофилы прикреплялись к бусам и удалялись магнитом. Высоко очищенные базофилы выходили с колонки как не прикрепившаяся к бусам фракция. Магнитную сепарацию производили в магнитном поле сепара­тора (Miltenyi Biotec). Для этого в магнит помещали LS-колонку, в которую вносили смесь клеток. Фракция, полученная после прохождения через колонку, представляла собой обогащенные базофилы, которые мы рассматривали как интактные, так как они не контактировали с антителами.

Контроль чистоты базофилов осуществляли проточной цито- метрией на цитофлюориметре Epics Altra Cell Sorter (Beckman- Coulter) с использованием ФИТЦ-меченых моноклональных антител против CD203c. Мембранный антиген CD203c — член мультигенного семейства эктонуклеотидпирофосфатаз/фос- фодиэстераз (E-NPPs), экспрессируется исключительно на человеческих базофилах и тучных клетках [5, 7, 15]. После активации базофилов экспрессия CD203c увеличивается.

Для активации базофилов использовали следующие препараты: 1) нормальный человеческий донорский им­муноглобулин (IgG, НИИЭМ им. Пастера, Санкт-Петербург), агрегированный (в виде раствора в концентрации 10 мг/мл в физиологическом растворе) нагреванием на водяной бане при 63 °С в течение 10 мин; C-реактивный белок человека (MB Biochemicals), который перед использованием диализо- вали против забуференного фосфатами физиологического раствора (ЗФР) в течение 24 часов при 4 °С; мышиные моно­клональные антитела против CD16 человека (низкоаффинных рецепторов FcyRIII) («Медбиоспектр», Москва), которые перед использованием также подвергали диализу для удаления консерванта; липополисахарид S. typhi (ЛПС, НИИ вакцин и сывороток, Санкт-Петербург).

Для изучения влияния холинергических агентов на базофилы использовали следующие препараты: неметаболизируемый хи­мический аналогацетилхолина карбамоилхолин (карболхолин, КХ; Sigma-Aldrich), н-холинолитик гексаметония безолсульфонат (1,6-бис-(^триметиламмоний)гексана дибензолсульфонат, бензогексоний, 2,5 %-ный раствор, Фармацевтическая компания «Здоровье», Харьков, Украина); м-холинолитик метацин (мето- циния йодид, 1 мг/мл, Ай Си Эн Октябрь, Россия); необратимый ингибитор ацетилхолинэстеразы армин (0,01 %-ный раствор, ПО «ТАТХИМФАРМПРЕПАРАТЫ», Казань, Россия).

Опыты по изучению влияния препаратов на базофилы ставили следующим образом. Суспензию базофилов в ко­личестве 105 клеток в 800 мкл ЗФР вносили в пластиковые пробирки типа «эппендорф" вместимостью 1,5 мл. К суспен­зии добавляли исследуемые препараты в обLеме 160 мкл в следующих финальных концентрациях: агрегированный IgG человека — 300 мкг/мл; CRP человека — 10, мкг/мл, 50 мкг/мл, 100 мкг/мл; моноклональные антитела к CD16 — в финаль­ном разведении 1/50; метацин — 0,17 мг/мл и 0,017 мг/мл; карбахолин — 0,15-1,5 мг/мл; гексаметоний — 4,16 мг/мл; армин — 2 мкг/мл; ЛПС — 25 мкг/мл. Общий обLем пробы составлял 960 мкл. Разведения препаратов готовили на ЗФР. В части опытов исследовали совместное влияние на базофилы двух препаратов одновременно: агрегированного IgG (или CRP) и холинергических агентов, или CRP и антител к CD16, и т.п. (варианты совместного действия разных препаратов на клетки приводятся в разделе «Результаты и обсуждение»). Негативным контролем служили пробирки с клетками, в которые добавляли адекватный обLем ЗФР, позитивным — пробирки, куда добав­ляли неспецифический либератор гистамина вещество 48/80 (Sigma-ALdrich) в концентрации 1 мг/мл.

Суспензии базофилов с препаратами инкубировали 30 мин при 37 °С, после чего быстро охлаждали для остановки реакции, помещая на лед. Клетки осаждали центрифугированием при 600 g в течение 10 мин и отбирали супернатанты для измерения концентрации гистамина.

Содержание гистамина оценивали планшетной модифика­цией метода Шора [17] с регистрацией флюоресценции ком­плекса гистамина с о-фталевым альдегидом (MB Biochemicals) на спектрофлюориметре Viktor-2 (PerkinElmer) при длинах волн 355/460 нм. Результаты измерений, выраженные числом импуль­сов в секунду, пересчитывали в число нанограммов гистамина в миллилитре (нг/мл) по калибровочной кривой, которую строили в каждом опыте по восьми концентрациям (1,78 — 100 нг/мл) стандартного раствора гистамина (гистамин дигидрохлорид, MB BiochemicaLs).

Полученные данные представлены как выход гистамина из базофилов в нг/мл, в виде средней арифметической и стандар­тной ошибки средней, или в виде индекса стимуляции — отно­шения количества гистамина, выброшенного активированными клетками, к количеству гистамина, выделившегося спонтанно из базофилов, инкубированных в присутствии ЗФР. С^ти^ичес- кий анализ проводили с использованием парного t-критерия Стьюдента.

Результаты и обсуждение

Сравнение рис. 1а и 2а показывает, что после магнитной сепарации в выделенной взвеси клеток в 10 и более раз снижалось количество гранулоци- тов (с 4,9 % до 0,4 %), моноцитов (с 5,4 % до 0,4 %) и лимфоцитов (с 43,1 % до 4,1 %). Как Видно на рис. 2б, в результате двухэтапной очистки до 100 % клеток были СБ203с-позитивными и рассматри­вались как базофилы.

Ответ базофилов на человеческий агрегиро­ванный IgG, C-реактивный белок, антитела к FcjRIII (CD16) и их комбинации. Агрегирован­ный IgG —известный лиганд Fcy-рецепторов. В наших опытах агрегированный IgG человека вызывал значительное увеличение выброса гистамина базофилами. Человеческий CRP так­же вызывал дозозависимый стимулирующий эффект, с максимумом выброса гистамина при концентрации 50 мкг/мл. Стимулирующий эф­фект проявляли и антитела к CD16. Эти данные указывают на то, что перекрестное связывание друг с другом различных Fcy-рецепторов, в том числе низкоаффинных рецепторов FcyRIII, стимулирует выброс гистамина из базофилов. Наиболее эффективно активировал базофилы неспецифический либератор гистамина — ве­щество 48/80, вызывавший выход 73 % гиста­мина, содержащегося в клетках. Умеренный, но статистически достоверный выброс гистамина наблюдался и при инкубации клеток с ЛПС S. typhi (25 мкг/мл) (рис. 3).

После инкубации клеток сразу с двумя актива­торами — CRP и агрегированным IgG — усиления их эффекта не наблюдалось (рис. 4). Напротив, секреция гистамина была меньше ожидаемой как по сравнению с их совместным действием (эта расчетная сумма эффектов не показана на рис. 4), так и с действием каждого по отдельнос­ти. Это указывает на то, что CRP и IgG взаи­модействуют с одними и теми же рецепторами базофилов и конкурируют за сайты связывания с поверхностью клетки и/или за внутриклеточные мессенджеры.

В отличие от этого, при совместном действии CRP и антител к CD16, эффекты пентраксина и антител частично суммировались (рис. 4). Это позволяет предположить, что CRP не взаимо­действует (или взаимодействует в малой степени) с рецепторами FcgRIII (CD16) и, таким образом, низкоаффинные Fcy-рецепторы III типа базо- филов крови не являются основными сайтами связывания данного пентраксина. Перекрест­ная сшивка Fcy-рецепторов молекулами CRP, с одной стороны, и антителами к CD16, с другой, происходят независимо и запускают различные сигнальные механизмы, ведущие к активации базофилов.

Ответ базофилов на холинергические пре­параты. Карбахолин — неметаболизируемый химический аналог ацетилхолина, не проника­ющий в клетки, показал двухзонный эффект, зависевший от его концентрации в среде. На рис. 5 приведена дозозависимая кривая эффек­та КХ. В концентрациях 0,015 мг/мл и ниже КХ стимулировал базофилы, удваивая секрецию гистамина по сравнению с контрольным уровнем. Оптимальной была концентрация 15 мкг/мл) (рис. 5). В больших дозах (0,15—1,5 мг/мл) КХ ингибировал выход гистамина, его уровень был ниже спонтанного.

Анализ действия холинергических препаратов на активность базофилов показал следующее. При инкубации базофилов в присутствии армина происходило увеличение выброса гистамина из базофилов. Являясь необратимым ингибитором ацетилхолинэстеразы, армин блокирует этот клеточный фермент, что ведет к прекращению разрушения АХ и его накоплению. Таким обра­зом, в присутствии армина должно происходить накопление АХ в клетках и в их окружении. На рис. 6 видно, что под действием армина выброс гис- тамина возрастает почти так же, как при прямом действии аналога АХ — карбахолина.

Блокада нАХР антагонистом гексаметонием в 1,5 раза повышала секрецию гистамина (рис. 6). Этот результат можно трактовать следующим об­разом.

FS Lin

 

PMT2 Log

Рис. 1. Гистограммы распределения неокрашенных мононуклеарных клеток периферической крови, полученных

после центрифугирования на FicoLL-Paque

а) Линейный график светорассеяния. По оси абсцисс: SS Lin — светорассеяние под углом 90°; по оси ординат: FS Lin — переднее малоугловое светорассеяние; б) полулогарифмическая однопараметрическая гистограмма, гейтированная по выделенным областям клеток (лимфоциты, моноциты, гранулоциты). По оси абсцисс: PMT2 Log — датчик флуоресценции по ФИТЦ, при значениях меньше 10,5і флуоресценция отсутствует.

 

РМТ2 Log

Рис. 2. Гистограммы распределения клеток, меченых конLюгированными с ФИТЦ антителами к CD203^ после магнитной сепарации

а)    Линейный график светорассеяния. По оси абсцисс: SS Lin — светорассеяние под углом 90°, по оси ординат: FS Lin — переднее малоугловое светорассеяние;

б)    полулогарифмическая однопараметрическая гистограмма, гейтированная по выделенным областям клеток (лимфоциты, моноциты, гранулоциты). По оси абсцисс:

PMT2 Log — датчик флуоресценции ФИТЦ. Клетки, флуоресценция которых больше 10,5, являются С0203сПС-позитивными.

Выключение никотиновых АХР при наличии сохранного синтеза АХ и незаблокированных рецепторов мускаринового типа (мАХР) должно было переводить поток эндогенного ацетилхолина на мАХР и усиливать сигнальную роль и влияние мАХР на активность базофилов. Полученные дан­ные действительно указывают на компенсаторное увеличение холинергической сигнализации через АХ-рецепторы другого типа.

Похожий стимулирующий эффект наблю­дался при инкубации базофилов с антагонистом мАХР метацином в концентрации 0,017 мг/мл (рис. 6). Объяснить его действие можно аналогич­но. Захват мускариновых рецепторов метацином может способствовать компенсаторному потоку ацетилхолина через альтернативные никотиновые АХР.

Механизмы активации базофилов

 

Рис. 3. Выброс гистамина из базофилов крови здоровых доноров после инкубации in vitro с человеческим CRP, агрегированным IgG человека и антителами к CD16

Здесь и далее: числа в нижней части столбиков показывают число экспериментов. Горизонтальная линия — уровень спонтанного выброса гистамина в контроле с ЗФР. Макс. — максимальный выброс гистамина.

Мы сравнили ожидаемые значения совместного действия препаратов с экспериментально полу­ченными. Как видно из рис. 6, инкубация клеток с КХ вместе с метацином привела к значительно меньшему выбросу гистамина, чем ожидалось. Аналогичным образом влияла и комбинация КХ с гексаметонием. Таким образом, сравнение с ожидаемыми величинами показало, что блокада нАХР или мАХР приводит к прекращению сти­мулирующего действия КХ на выход гистамина из базофилов in vitro. Ингибирующий эффект гексаметония был более выражен, чем у метаци- на. Эти данные подтверждают сообщения других авторов о том, что КХ не обладает избирательнос­тью и действует на клетки как через нАХР, так и через мАХР [19]. Последними столбиками на рис. 6 показаны суммарные эффекты двух антагонистов АХР — метацина и гексаметония. Гексаметоний использовался при этом в одной концентрации (4,17 мг/мл), метацин в двух (0,017 и 0,17 мг/мл). По отдельности эти препараты увеличивали вы­ход гистамина, а при добавлении к клеткам их сме­си стимулирующий эффект уменьшался или даже полностью исчезал (рис. 6). Это свидетельствует о взаимозаменяемости мускаринового и никотино­вого путей регуляции активности базофилов и о возможности компенсаторной сигнализации через любой из них при выключении другого. Блокада рецепторов обоих типов обрывает холинергичес- кую сигнализацию, и АХ не может активировать клетки.

Ответ базофилов крови человека на CRP при блокаде никотиновых и мускариновых рецеп­торов. Как видно из рис. 3, 4, 7, CRP активировал выход гистамина из базофилов. После инкубации базофилов с комбинацией CRP и карбахолина

 

Рис. 4. Ответ базофилов на одновременную активацию агрегированным IgG, CRP и антителами к CD16

Горизонтальная линия — уровень спонтанного выброса гистамина, принятый во всех опытах за единицу.

Рис. 5. Выброс гистамина базофилами человека в ответ на стимуля­цию аналогом ацетилхолина карбахолином

Пунктирная линия — спонтанный выброс гистамина в контроле с ЗФР.

или CRP и армина (т.е. после активации клеток в условиях избытка АХ) наблюдалось значительное уменьшение выброса гистамина по сравнению с действием одного CRP либо по сравнению с ожидаемым суммарным действием двух агентов, каждый из которых, сам по себе, активирует ба­зофилы. Это позволяет отвергнуть гипотезу об отсутствии взаимодействия между CRP и КХ, а также между CRP и армином. Данные говорят о наличии некоторого взаимодействия между CRP и данными холинергическими агентами. Ранее было показано [3, 14], что CRP связывает АХ и маски­рует (снижает) его эффекты благодаря струк­турному сходству АХ с фосфорилхолином — ос­новным лигандом CRP. Отмена С-реактивным белком стимулирующего эффекта армина и КХ в настоящем исследовании может иметь такое же

 

Рис. 6. Ответ человеческих базофилов на карбахолин, гексаметоний, метацин, армин и их комбинации

 

Рис. 7. Ответ человеческих базофилов на С-реактивный белок и холинергические препараты

Здесь и далее. Горизонтальными линиями (сплошной и двумя пунктирными) пока­зан средний уровень спонтанного выброса гистамина в контролях с ЗФР (M ± m). Звездочки над черными столбиками — достоверное отличие от контроля с ЗФР (p < 0,05), звездочки над угловой скобкой ( Г или 1 ) — достоверное различие между расчетным (ожидаемым) и фактически полученным выбросом гистамина. ЗФР — забуференный фосфатами физиологический раствор, КХ — карбахолин, Гм — гексаметоний, М — метацин в концентрациях 0,17 и 0,017 мкг/мл.

обLяснение, если допустить, что CRP связывает избыток эндогенного АХ, образующегося при ингибировании ацетилхолинэстеразы, а, возможно, связывает и КХ, являющийся гомологом как АХ, так и фосфорилхолина.

Инкубация нормальных базофилов с CRP и антагонистами нАХР и мАХР привела к зна­чительному увеличению выброса гистамина по сравнению с ожидаемыми величинами (рис. 7). Эти данные могут указывать на возможность лиганд- ного взаимодействия CRP также с гексаметонием и метацином. Их структурные формулы весьма сходны как с АХ, так и с фосфорилхолином [1].

Ответ базофилов крови человека на агреги­рованный IgG при блокаде никотиновых и мус- кариновых рецепторов. Иные результаты были получены при изучении совместного действия агрегированного IgG с холинергическими блокато- рами, где выброс гистамина снижался (рис. 8). Как видно из рис. 8, агрегированный IgG увеличивал выброс гистамина из базофилов в 2,5 раза в концен­трации 100 мкг/мл. Инкубация клеток совместно с IgG и гексаметонием приводила к уменьшению выхода гистамина по сравнению с ожидаемым. Можно предположить, что холинергическая сис­тема базофилов участвует в механизме деграну- ляции базофилов и высвобождения гистамина при действии агрегированного IgG на Fcy-рецепторы.

 

Рис. 8. Ответ базофилов на агрегированный IgG и холинергические препараты

Причем никотиновые АХР играют костимулирующую роль и усиливают этот процесс. Что касается роли мАХР, то добавление метацина 0,17 мг/мл к смеси IgG и гексаметония приводило к дальнейшей супрессии ответа базофилов. Выход гистамина снижался до контрольного уровня.

Эти эффекты показывают, что сигналинг АХ через оба типа рецепторов участвует в стиму­лирующем действии агрегированного IgG на базофилы. Холинергическая сигнализация, по- видимому, включается под влиянием аллостери- ческой активации АХР, наступающей, как можно предположить, благодаря латеральным контактам АХР с Есу-рецепторами при перекрестной сшив­ке последних агрегатами IgG. Во всяком случае, воздействие агрегированного IgG на Есу-рецеп- торы может активировать синтез АХ и включать дальнейшую аутокринную и/или паракринную костимуляцию клеток.

На основании полученных данных, можно заключить, что холинергический компонент регуляции активности базофильных лейкоци­тов, связанный с деятельностью их автономной холинергической системы, функционирует как механизм поддержки и усиления сигналов, иду­щих от других мембранных рецепторов, и служит инструментом дополнительной настройки функ­циональной активности клеток.

Выводы

Лиганды Fcy-рецепторов агрегированный IgG, С-реактивный белок, а также антитела к CD16 (Fcy-рецептору III типа) активируют базофилы к секреции гистамина.

Холинергическая стимуляция базофилов уси­ливает секрецию гистамина и зависит от актив­ности ацетилхолиновых рецепторов мускарино- вого и никотинового типа.

Холинергический тонус клетки влияет на характер ответа базофилов на лиганды Fcy-ре- цепторов.

Работа поддержана Российским фондом фундаментальных исследований, грант 06-04-49629.

ЛИТЕРАТУРА

Машковский М.Д. Лекарственные средства. В 2 томах. — Новая Волна, 2002. — 608 с.

Назаров П.Г. Реактанты острой фазы воспаления. — СПб.: Наука, 2001. — 423 с.

Назаров П.Г., Крылова И.Б., Евдокимова Н.Р., Нежинская Г.И., Бутюгов А.А. С-реактивный белок: фактор воспаления, связывающий и инактивирующий ацетилхолин // Цитокины и воспаление. — 2006. — Т. 5, № 4. — С. 32-35.

Brunner T., Heusser C.H., Dahinden C.A. Human peripheral blood basophils primed by interleukin 3 (IL-3) produce IL-4 in response to immunoglobulin E receptor stimula­tion // J. Exp. Med. — 1993. — Vol. 177, № 3. — P. 605-611.

Buhring H.J., Streble A., Valent P. The basophil-specificectoenzyme E-NPP3 (CD203c) as a marker for cell activation and allergy diagnosis // Int. Arch. Allergy Immu­nol. — 2004. — Vol. 133, № 4. — P. 317-329.

De Lucca G.V. Recent developments in CCR3 antagonists // Curr. Opin. Drug Discov. Devel. — 2006. — Vol. 9, № 4. — P. 516-524.

Ebo D.G., Sainte-Laudy J., Bridts C.H. et al. Flow-assisted allergy diagnosis: cur­rent applications and future perspectives // Allergy. — 2006. — Vol. 61, № 9. — P. 1028-1039.

Falcone F.H., Zillikens D., Gibbs B.F. The 21st century renaissance of the basophil? Current insights into its role in allergic responses and innate immunity // Exp. Der­matol. — 2006. — Vol. 15, № 11. — P. 855-864.

Kawashima K., Fujii T. Extraneuronal cholinergic system in lymphocytes // Pharmacol. Ther.- 2000. — Vol. 86, № 1. — P. 29-48.

10. Lee B.O., Moyron-Quiroz J., Rangel-Moreno J., Kusser K.L., Hartson L., Sprague F., Lund F.E., Randall T.D. CD40, but not CD154, expression on B cells is necessary for optimal primary B cell responses // J. Immunol. — 2003. — Vol. 171, № 11. — P. 5707-5717.

Li H., Sim T.C., Alam R. IL-13 released by and localized in human basophils // J. Im­munol. — 1996. — Vol. 156, № 12. — P. 4833-4838.

Lu J., Marnell L.L., Marjon K.D., Mold C., Du Clos T.W., Sun P.D. Structural recognition and functional activation of FcgR by innate pentraxins // Nature. — 2008. — Nov. 16 [Epub ahead of print].

Nakayama S., duClos T.W., Gewurz H., Mold C. Inhibition of antibody responses to phosphocholine by C-reactive protein // J. Immunol. 1984. — Vol. 132, № 3. — P. 1336-1340.

Nazarov P.G., Krylova I.B., Evdokimova N.R., Nezhinskaya G.I., Butyugov A.A. C-reactive protein: a pentraxin with anti-acetylcholine activity // Life Sri. — 2007. — Vol. 80, № 24-25. — P. 2337-2341.

Ocmant A., Peignois Y., Mulier S., Hanssens L., Michils A., Schandene L. Flow cytometry for basophil activation markers: the measurement of CD203c up-regulation is as reliable as CD63 expression in the diagnosis of cat allergy // J. Immunol. Meth­ods. — 2007. — Vol. 320, № 1-2. — P. 40-48.

Reinheimer T., Mohlig T., Zimmermann S., Hohle K.D., Wessler I. Muscarinic control of histamine release from airways. Inhibitory M1-receptors in human bronchi but absence in rat trachea. Am. J. Respir. Cn't. Care Med. — 2000. — Vol. 162, № 2, pt. 1. — P. 534-538.

Shore P.A., Burkhalter A., Cohn V.H. A method for the fluorometric assay of histamine in tissues // J. Pharmacol. Exp. Ther. — 1959. — Vol. 127. — P. 182-186.

Sudheer P.S., Hall J.E., Donev R. et al. Nicotinic acetylcholine receptors on basophils and mast cells // Anaesthesia. — 2006. — Vol. 61, № 12. — P. 1170-1174.

Xiao Y., Kellar K.J. The comparative pharmacology and up-regulation of rat neuronal nicotinic receptor subtype binding sites stably expressed in transfected mammalian cells // J. Pharmacol. Exp. Ther. — 2004. — Vol. 310, № 1. — P. 98-107.

Activation of human blood basophiles by the Fcy receptor ligands: a cholinergic tuning A.P. Pronina, P.G. Nazarov

Institute of Experimental Medicine RAMS, St. Petersburg

A possibility of human blood basophiles activation by the Fcy receptor ligands and the impact of the basophiles' cholinergic apparatus on histamine release were studied. The investigation was carried with the enriched basophiles fraction. Different Fcy receptor ligands were used for basophile stimulation and different cholinergic agonists and antagonists (carbacholine, armin, methacin, hexametonium) were applied to influence the cholinergic cellular apparatus. Histamine release was measured with the Schore method. Membrane antigen CD203c (a marker of basophile activation) expression was assessed with flow  cytofluorimetry. It was shown that all studied Fcy receptor ligands (aggregated IgG, C-reactive protein, anti-CD16 antibody) activated histamine secretion in basophils. Cholinergic stimulation of basophiles also increased histamine secretion in dependence upon muscarinic and nicotinic type receptor activity. Cholinergic state of the cell influences the response of basophiles to Fcy receptor ligands. (Cytokines and

Inflammation. 2008. Vol. 7, № 4. P. 42-48.)

Key words: innate immunity, basophiles, CD203c, histamine, C-reactive protein, IgG, acetylcholine, nicotinic and muscarinic type receptors.



загрузка...