В.А. Козлов НИИ клинической иммунологии СО РАМН, г. Новосибирск Гранулоцитарный колониестимулирующий фактор: физиологическая активность, патофизиологические и терапевтические проблемы
В.А. Козлов НИИ клинической иммунологии СО РАМН, г. Новосибирск Гранулоцитарный колониестимулирующий фактор: физиологическая активность, патофизиологические и терапевтические проблемы
Представлены литературные данные о физиологической функции GCSF, его активности в норме и при патологии.
Обсуждаются вопросы широкого использования фактора в качестве терапевтического препарата. Особое внимание уделяется применению цитокина при лечении инфаркта миокарда, а также при мероприятиях, связанных с ауто и аллогенной трансплантацией стволовых клеток (взятие клеток костного мозга и периферической крови). Подчеркивается ряд негативных элементов в функционировании цитокина и при его использовании в качестве лечебного препарата. (Цитокины и воспаление. 2004. Т. 3, № 2. С. 3–15.)
Нет необходимости говорить о том, что каждая гомеостатическая система, чтобы исправно выполнять свои физиологические функции, должна иметь и имеет как позитивные, так и негативные регуляторные факторы. Первые из них направлены на стимуляцию процессов пролиферации и дифференцировки клеточных элементов системы, вторые—на их ингибирование. Данное положение в полной мере касается кроветворных дифферонов: эритроидного, тромбоцитарного, миелоидного и лимфоидного. Что касается первых, то здесь четко обозначены стимулирующие факторы, поэтины: эритро и тромбопоэтин. Три поэтина функционируют внутри миелоидного дифферона: гранулоцитарный макрофагальный колониестимулирующий фактор (GMCSF), макрофагальный (MCSF) и гранулоцитарный (GCSF) факторы. Такую «многопоэтиновость» можно объяснить с точки зрения наличия трех коммитированных предшественников, которые в первую очередь и являются мишенями соответствующих колониеобразующих факторов: GM колониеобразующая единица (КОЕ)—для GM CSF, МКОЕ— для MSF и ГКОЕ—для GCSF. Однако еще далеко до полного понимания необходимости такой многоплановости регуляторных факторов в силу их достаточно выраженного перекрестного реагирования с клетками отличных дифференцировочных рядов. Еще более запутанная ситуация в этом отношении складывается внутри лимфоидного дифферона, где вообще до сих пор нет четкого понятия лимфопоэтин ни для В, ни для Т клеток. Легче всего здесь сослаться на функциональное разнообразие клеточных элементов, составляющих данный дифферон, на разнообразие цитокинов, так или иначе влияющих на процессы пролиферации и дифференцировки Т и В лимфоцитов. И все же, по видимому, следует делать попытки найти в лимфоидном диффероне регуляторные молекулы типа поэтинов, которые имели бы отношение к пролиферации и дифференцировке Т и В клеток на всех этапах их развития, начиная с коммитированного предшественника и заканчивая зрелой эффекторной клеткой. GCSF, его продукция и регуляция GCSF человека (гранулоцит колониестимулирующий фактор) является О гликозилированным 19,6 кДа гликопротеином с pI 5,5, биологически активен в мономерной форме. GCSF состоит из 207 аминокислот, для его биологической активности не требуется сахарная часть. Ген GCSF картируется на хромосоме 17q21 q22. Рецептор GCSF (CD114) человека относится к мембранным белкам типа I, 130 кДа, состоит из 836 аминокислот, картирован на хромосоме 1q35 34.3. Кроме мембранной формы описаны также две изоформы растворимого рецептора GCSF. Связывание GCSF с рецептором индуцирует димеризацию последнего с последующей трансдукцией сигнала роста и дифференцировки. G CSF активирует JAK семейство киназ, которые вызывают фосфорилирование тирозина фактора транскрипции STAT3. После этого STAT3 стимулирует пролиферацию и индуцирует дифференцировку гранулоцитарных предшественников [46]. После подкожного введения GCSF максимальная концентрация в сыворотке достигается в пределах 2–8 ч с периодом полувыведения 3–4 ч [61]. GCSF определяется в таких клетках, как моноциты, макрофаги, нейтрофилы, стромальные клетки, фибробласты и эндотелиальные клетки. Кроме того, различные опухолевые клетки продуцируют этот фактор (клетки эпителиальной карциномы и острой миелоидной лейкемии, клетки различных опухолевых линий). В качестве индукторов синтеза GCSF могут выступать такие провоспалительные цитокины, как TNF?, IL-1, GMCSF. Последний стимулировал продукцию GCSF в прилипающих клетках из периферической крови доноров [25]. IL-1 индуцировал продукцию фактора в сосудистых эндотелиальных клетках и кожных фибробластах и стимулировал ее в моноцитах из периферической крови и в стромальных клетках из костного мозга доноров [99]. Показано, что IL-17 может индуцировать синтез фактора в эпителиальных, эндотелиальных и фибробластных клетках. В последнем случае GCSF является посредником гранулопоэз стимулирующего эффекта IL-17 [74]. Интересно, что ПГЕ2 ингибирует секрецию GCSF. Эти данные представляются важными для оценки роли GCSF в патогенезе ревматоидного артрита, где TNF?, IL-1 и ПГЕ2, обладающие противоположным эффектом на синтез фактора, занимают ведущее положение в патогенезе заболевания. Было обнаружено, что IL-3 может выступать в роли индуктора синтеза GCSF в макрофагах костного мозга доноров [88]. Кроме ПГЕ2 в качестве негативного регулятора синтеза GCSF выступают глюкокортикоиды. Интересно, что и ПГЕ2 и глюкокортикоиды подавляют также пролиферацию гранулоидных предшественников, пролиферацию Th1 клеток и продукцию в них цитокинов, потенциально являющихся индукторами синтеза GCSF [25]. При аутоиммунных заболеваниях в качестве индукторов синтеза фактора могут выступать антитела. Было найдено, что моноклональные антитела от аутоиммунных мышей стимулируют продукцию GCSF в перитонеальных макрофагах, в клетках моноцитарно/макрофагальной линии и прелейкемической линии [4]. Последнее позволяет думать о роли этого феномена в патогенезе, например, системной красной волчанки, учитывая возможное стимулирующее влияние на активность Th2 клеток и, следовательно, на продукцию антител. В качестве регуляторов функциональной активности GCSF могут выступать растворимые рецепторы GCSF. Показано, что их уровень в сыворотке доноров возрастает в процессе интенсификации гранулопоэза, например, после введения того же GCSF. Предполагается, что продуцентами растворимой формы рецепторов являются относительно зрелые миеломоноцитарные клетки [33]. GCSF и нейтрофилы При рассмотрении проблемы влияния GCSF на зрелые нейтрофилы следует учитывать неоднозначность его механизмов, полифункциональность эффекторной фазы действия фактора в от ношении активности клеток. Прежде всего, повидимому, необходимо учитывать наличие трех физиологических пулов нейтрофилов в организме: костномозгового, краевого (маргинального), циркулирующего. Предполагается, что между ними происходит постоянный контролируемый обмен клетками, возможно, в разных направлениях, связанный с миграционной активностью клеточных элементов, обусловленной экспрессией различных адгезивных молекул. В этом отношении было показано, что GCSF не индуцировал демаргинацию нейтрофилов, но замедлял их выход из циркуляции, пролонгируя продолжительность их внутрисосудистой жизни, возможно, за счет ингибиции апоптоза [54]. Несомненно, что важнейшее место в проблеме занимают вопросы механизмов миграции, пролиферации и дифференцировки как полипотентных стволовых кроветворных клеток (СКК), так и коммитированных предшественников. И, конечно же, нельзя обойти стороной лабильность самой функциональной активности зрелых нейтрофилов, которая имеет решающее значение для функционирования отдельных гомеостатических систем и организма в целом. Что касается функциональной активности нейтрофилов, то в литературе имеется достаточное количество данных об изменении их функций под влиянием GCSF. За небольшими расхождениями данные, полученные при проведении испытаний на разных видах животных и на человеке, достаточно однозначны.
Так, например, у человека введение GCSF обусловливало увеличение количества нейтрофилов в периферической крови и снижение хемотаксиса нейтрофилов в направлении зимозана. В то же время отмечалась стимуляция процессов прилипания к нейлону IgG и IgGC3 зависимого фагоцитоза и люминолиндуцированной хемилюминесценции. Все эти изменения протекали на фоне увеличения экспрессии на клетках таких молекул, как CD11b, CD18, CD35, CD64 (Fc?RI) CD32 (Fc?RII), связанных с процессами адгезии клеток, фагоцитоза и цитотоксичности [31]. Возможно, что усиление мобилизации нейтрофилов в участки воспаления реализуется через увеличение под влиянием GCSF продукции в нейтрофилах нейтрофильного аттрактанта эпителиальноклеточного происхождения [82]. Интересно, что экспрессия CD18 (?2 интегрина) под влиянием GCSF возрастала более значительно у нейтрофилов от новорожденных и преждевременно родившихся, чем от взрослых доноров [59]. Возрастала также и бактерицидная, фагоцитарная и цитотоксическая активность нейтрофилов, что во многом обусловливает повышение резистентности макроорганизма в отношении ряда бактериальных инфекций [8]. Кроме того, GCSF стимулирует продукцию в нейтрофилах ряда цитокинов. По казано, что этот фактор стимулировал экспрессию гена IFN? в нейтрофилах человека. Причем данный эффект цитокина был специфичным, так как другие стимуляторы активности нейтрофилов [хемотаксический пептид fMLP (N formylmethionyl leucyl phenylalanine), ЛПС] не обладали такой способностью. Учитывая данные об ингибирующем влиянии этого интерферона на продукцию нейтрофилов, делается вывод о формировании механизма обратной связи внутри гранулоидного дифферона, индуцированного GCSF и реализуемого через IFN? [78]. Повидимому, влияние фактора на хемотаксис зависит от индуктора, так как и у человека [8], и у крыс GCSF стимулировал хемотаксис в ответ на fMLP, так же, как и спонтанную их миграцию [105]. Не действуя сам на продукцию супероксидных радикалов кислорода, GCSF примировал готовность нейтрофилов отвечать их гиперпродукцией на ряд индукторов. Очевидно, что данный эффект GCSF, опосредуемый через рецепторный механизм, реализовался через стимуляцию тирозинкиназного, но не протеинкиназного механизма [85]. Здесь следует учитывать следующие данные: у ряда онкологических больных введение GCSF не только не повышало продукцию О2, но даже снижало ее на фоне отсутствия эффекта на активность НАДФ?H оксидазы [40]. Существует, повидимому, влияние опухолевого процесса на активность нейтрофилов, что, возможно, потребует изучения дозовой зависимости эффекта цитокина, скорее всего, в сторону увеличения дозы. Интересно, что у старых мышей, в нейтрофилах крови которых продукция О2 снижена по сравнению с молодыми, введение GCSF приводило к ее значительному увеличению, вплоть до таких же показателей, как у молодых животных. Фагоцитарная и хемотактическая активность нейтрофилов из перитонеальной полости старых мышей также повышалась под влия нием цитокина до значений, наблюдаемых у молодых животных [105]. Как и в случае продукции О2, сам GCSF не влиял на метаболизм глюкозы в нейтрофилах, хотя значительно повышал количество нейтрофилов в периферической крови. В то же время у крыс фактор обусловливал значительное увеличение поступления в клетку глюкозы, индуцированного ЛПС. Утилизация глюкозы возрастала под влиянием цитокина также и в клетках других тканей организма (селезенки, печени, легких, мышц) [38]. Было найдено, что эффект GCSF различается в зависимости от субпопуляции нейтрофилов. Так, прилипание к пластику, продукция супероксида, ингибиция роста опухолевых клеток in vitro нейтрофилами периферической крови крыс после стимуляции GCSF были ниже, чем в контроле, в то время как в случае нейтрофилов из брюшной полости изученные показатели превышали контрольные значения [55]. Помимо стимулирующего влияния в целом на различные показатели функциональной активности нейтрофилов GCSF повышает выживаемость клеток, т. е. обладает ингибирующим эффектом на спонтанный и индуцированный апоптоз. Это проявляется замедлением фрагментации ДНК и отсроченным замедлением снижения уровня АТР в клетках. Известно, что морфологическим изменениям, характеризующим апоптоз нейтрофилов, предшествует внутриклеточная ацидификация. GF, как оказалось, предотвращал как апоптоз, так и ацидификацию, стимулируя активность вакуолярной Н+АТФазы, которая выкачивает протон из цитозоля [24]. Предполагается, что антиапоптотический эффект цитокина реализуется через Bcl 2 зависимый механизм [2]. В то же время GCSF практически не влиял на апоптоз нейтрофилов, индуцированный анти Fas антителами, в отличие от GMCSF, который ингибировал апоптоз этих клеток [32]. Влияние на клетки иммунной системы Существенное влияние оказывает GCSF и на иммунную систему, на активность ее клеточных популяций. Следует подчеркнуть, что рецепторы к GCSF экспрессируют как CD4 и CD8 лимфоциты [79], так и Т клетки, рестриктированные по классам MHC I и II [21]. При инъекции донорам GCSF обусловливал повышение уровня растворимых цитокинов, снижение пролиферативной активности лимфоцитов [73]. У крыс после введения фактора повышалась бактерицидная активность нейтрофилов из костного мозга и энтероцитов, снижался пролиферативный ответ лимфоцитов на митогены, уменьшалась продукция провоспалительных цитокинов (TNF?, IL-6, IFN?) на фоне увеличения продукции IL-4. В костном мозге подопытных животных возрастало содержание Вклеток [91]. Оказалось, что моноциты от доноров, обработанных GCSF, характеризуются сниженной экспрессией HLADR антигенов, продукцией TNF? и IL-10, повреждением антигенпрезентирующей способности. В то же время у этих доноров увеличивалась субпопуляция CD14CD16 клеток. По всей вероятности, эффект фактора не был прямым, так как он не проявлялся при добавлении его к моноцитам в условиях in vitro [81]. Вполне вероятно, что непрямой эффект фактора на моноциты реализуется через нейтрофилы, активированные цитокином. Показано, что как на нейтрофилах доноров, так и на моноцитах после введения GCSF в течение 7 дней отмечается усиление экспрессии таких поверхностных молекул, как CR1, CR3, Fc?RI [60]. Представляется интересным выяснить степень тождественности сигналов трансдукции в разных клетках. У мышей цитокин также обусловливал снижение синтеза TNF? и IL-12 и в дендритных клетках [69]. Понижалась выработка IL-2 и IFN? клетками селезенки в ответ как на митогены, так и на аллоантигены, но возрастала продукция IL-4 [64]. При этом снижалась способность клеток периферической крови мышей, CD4 и CD8 T клеток индуцировать РТПХ в организме реципиента, несмотря на значительно (в 4 раза) возросшее содержание в крови Т клеток [108]. Возможно, что снижение и продукции цитокинов в лимфоцитах, и их пролиферативного ответа на митогены и аллоантигены обусловлено влиянием GCSF на моноциты, так как удаление последних из суспензии клеток периферической крови доноров приводило к восстановлению данных показателей при обработке суспензий фактором [57]. И все же данные о том, что у нокаутированных GCSF/ мышей была повышена продукция IFN? в Т лимфоцитах, могут свидетельствовать о прямом влияния фактора на продукцию провоспалительных цитокинов Т клетками [45]. Это подтверждается экспериментами по прямому влиянию GCSF на CD4 клетки доноров в условиях in vitro, когда продукция IFN? снижалась, а IL-4 возрастала независимо от присутствия или отсутствия в культуре моноцитов. Найденные изменения продукции в пользу Th2 цитокинов авторы объясняют модулирующим эффектом GCSF, а не избирательной элиминацией Th1 клеток. Этими же авторами было обнаружено улучшение выживаемости моноцитов в присутствии CD4 клеток, обработанных фактором. Предполагается, что это происходит в результате снижения продукции IFN? CD4 клетками после обработки их GCSF [79]. В отдельных исследованиях стимулирующее влияние GCSF на продукцию IL-4 связывают с активацией фактора транскрипции GATA 3 именно в Th2 клетках [21]. Не исключено, что и снижение выраженности РТПХ, и уменьшение продукции цитокинов обусловлено повышенной экспрессией гена TGF?, определяемой в Т клетках доноров, которым вводили GCSF. В пользу антивоспалительного действия GCSF можно трактовать данные, полученные у доноров, у которых после однодвукратного введения фактора в ответ на добавление ряда стимуляторов в условиях in vitro в клетках крови отмечалось: 12 кратное увеличение продукции IL-1Ra, увеличение уровня растворимых рецепторов TNF? p 55 и p 75, снижение продукции TNF? и увеличение синтеза GCSF (и в меньшей степени IL-6, IL-8, IL-10), уменьшение продукции IFN? и GMCSF [26].
Введение донорам GCSF обусловливало подавление ex vivo продукции клетками крови, моноцитами таких провоспалительных цитокинов, как TNF?, IL-12, IL-1? и IFN?. Продукция IFN? была снижена также и в лимфоцитах, но авторы, не найдя на лимфоцитах рецепторов к GCSF, объясняют этот эффект ингибицией продукции в моноцитах IL-12, TNF?, от которых зависит продукция IFN? в лимфоцитах [10]. Несмотря на подавление продукции TNF? и GMCSF клетками крови под влиянием GCSF, в условиях in vivо отмечалось увеличение уровня данных цитокинов в сыворотке крови после многократного введения донорам GCSF [102]. Возможно, здесь действуют еще неизвестные кооперативные механизмы. Однако это необходимо учитывать при проведении терапии с помощью GCSF. Вполне вероятно, что механизмы ингибиции синтеза одного и того же цитокина (например, TNF?) различны в разных клеточных популяциях. Возможно, что подавление продукции TNF? в моноцитах периферической крови доноров осуществляется опосредованно. Показано, что GCSF не действовал на продукцию TNF? интактными моноцитами. Ингибиция синтеза данного цитокина наблюдалась только при совместной инкубации в присутствии GCSF как моноцитов, так и нейтрофилов. При этом не регистрировался эффект супернатанта от нейтрофилов, т. е. влияние нейтрофилов осуществлялось через прямой контакт с моноцитами [86]. Интересные факты получены при изучении влияния GCSF на дендритные клетки. Показано, что среди последних существуют две субпопуляции клеток или их прекурсоров: миелоидные CD11 (стимулируют CD4 в аллогенной культуре смешанных лейкоцитов, их рост в культуре in vitro поддерживается комбинацией GMCSF TNF?, индуцируют продукцию Th1 цитокинов) и лимфоидные CD11 (не стимулируют пролиферацию CD4 клеток, их рост в культуре поддерживается комбинацией IL-3 CD40, индуцируют продукцию Th2 цитокинов). Оказалось, что после введения донорам GCSF в крови последних накапливается именно CD11 субпопуляция дендритых клеток DC2, способствующая формированию Th2 гуморального ответа. При этом клеток DC2 становится больше, чем в костном мозге, при одинаковом содержании в обеих тканях DC1 клеток [5, 68]. В настоящее время нет данных о прямом влиянии G CSF на созревание дендритных клеток. Можно думать об его влиянии на процесс миграции дендритных клеток либо из костного мозга в кровь (усиление), либо из крови в лимфоидные органы (торможение). Предполагается также участие DC2 клеток в формировании состояния иммунологической Т клеточной толерантности к аутоантигенам, что может иметь отношение к снижению острой РТПХ при трансплантации клеток крови аллогенных доноров, обработанных GCSF [5]. Следует отметить, что в других исследованиях такой поляризации дендритных клеток DC1 и DC2 в пользу индукции Th2 клеток после введения GCSF отмечено не было [77]. Было показано, что у трансгенных по GCSF мышей отмечено также повышение уровня лимфоцитов и СКК в костном мозге и периферической крови, возрастание количества экстратимических Т клеток (CD3int IL-2R?) в паренхиме печени и других органов. При этом возрастало содержание в данных органах как NK1.1 Т клеток (NKT), которые являются субфракцией CD int , так и NK клеток. В норме клетки обеих субфракций обладают выраженной цитотоксичностью и обусловливают феномен гибридной резистентности, т. е. не приживление клеток аллогенного и полуаллогенного костного мозга. Оказалось, что у трансгенных по GCSF мышей активность названных выше клеточных популяций была, повидимому, полностью подавлена и феномен гибридной резистентности у них не определялся. По мнению авторов, у этих мышей активированные под влиянием фактора гранулоциты подавляют активность NKT и NK клеток, так как после удаления гранулоцитов последние проявляли выраженную цитотоксическую активность [36]. Авторы предполагают, что у больных ревматоидным артритом с повышенным уровнем гранулоцитов такой механизм подавления активности NK клеток может лежать в основе повышенной чувствительности к инфекциям.
Лечебный эффект
Уже сейчас можно говорить о возможном практическом применении GCSF при лечении целого ряда заболеваний. В большой степени это касается рассеянного склероза. На экспериментальной модели последнего—экспериментальном аллергическом энцефаломиелите (ЭАЭ)—показан терапевтический эффект фактора. При введении GCSF мышам с ЭАЭ отмечалось значительное уменьшение патологических изменений в ЦНС, снижалась инфильтрация лимфоидными клетка ми ткани мозга. В костном мозге подопытных животных под влиянием фактора снижался уровень MCSF, а в костном мозге была подавлена продукция таких цитокинов, как IFN?, IL-2, TNF?, TNF?, LT?, IL-10, TGF?, т. е. и про и антивоспалительных цитокинов. В то же время оказалось, что CD14 от мышей, обработанных GCSF, подавляли пролиферативный ответ Т клеток к митогенам и аллоантигенам. При этом снижалась продукция провоспалительного фактора MIP1?, стимулирующего миграцию Т клеток в мозг, индуцирующего накопление Th1 клеток и увеличение продукции IFN?, но возрастала продукция антивоспалительного фактора MCP (monocyte chemoattractant protein 1), индуцирующего накопление Th2 и увеличение продукции IL-4 [106]. Представляются интересными данные о возможности лечения с помощью GCSF ревматоидного артрита—одного из самых патогенетически сложных заболеваний человека. Огромный массив литературных данных, накопленных к настоящему времени, с очевидностью свидетельствуют о положительном лечебном эффекте всех воздействий, связанных с переключением функциональной активности с Th1 на Th2 клетки. В экспериментах на крысах с адъювантным артритом введение GCSF оказывало позитивное действие на течение заболевания на фоне уменьшения способности антиген презентирующих клеток индуцировать деление Т лимфоцитов, снижения пролиферативной активности Т лимфоцитов и подавления продукции в них IFN? [11]. Положительный клиникоиммунологический эффект GCSF усиливался при одновременном введении с ним пептида белка теплового шока, индуцирующего сенсибилизацию Т лимфоцитов к повреждению соединительнотканных клеточных элементов. Авторы не связывают данный эффект сочетанного введения пептида и фактора с классическим переключением на ответ Th2 типа, так как они не обнаружили у животных повышения продукции IL-4 и IL-10.
Возможно, полученные результаты можно трактовать с точки зрения не классического пути переключения ответа (снижение активности одной субпопуляции Th и увеличение активности другой), а с точки зрения альтернативного пути (снижение или увеличение активности одной субпопуляции на фоне неизмененной активности другой).
В принципе, этот подход может быть использован при лечении ревматоидного артрита у пациентов. Терапевтический эффект GCSF был выявлен на крысах в модели повреждения печени, индуцированного эндотоксином. Было обнаружено ослабление лейкоцитарной реакции на ЛПС с помощью фактора, включая стаз в синусоидах, роллинг и прилипание в постсинусоидальных венулах с последующей инфильтрацией ткани. Кроме того, GCSF уменьшал немедленную активацию клеток Купфера, регистрируемую замедлением прилипания/фагоцитоза внутриартериально введенных частиц зимозана на фоне снижения продукции провоспалительных цитокинов TNF? и IL-6. В этих же опытах было отмечено уменьшение индуцированной ЛПС неспособности к перфузии питательных веществ и гепатоцеллюлярной экскреторной дисфункции [96]. В ряде клинических исследований показан благоприятный эффект GCSF на течение септических состояний, менингококковой и других бактериальных инфекций.
Авторы трактуют его с точки зрения стимулирующего влияния фактора на функцию нейтрофилов, где учитывается также и его ингибирующий эффект на продукцию провоспалительных цитокинов [16, 30, 100]. Применение GCSF при лечении ряда опухолей на мышах показало, что фактор потенцирует противоопухолевую активность TNF, повышая, в частности, продукцию супероксидных радикалов в нейтрофилах, индуцированную фактором некроза опухоли [44]. Позитивное влияние GCSF на функцию нейтрофилов и выживаемость при сепсисе было получено на диабетических крысах, что может свидетельствовать о возможности коррекции с помощью цитокина негативного влияния гипергликемии на функцию нейтрофилов [13]. Учитывая данные о снижении функциональной активности нейтрофилов у больных диабетом, а также данные о возможном участии СКК в процессах регенерации клеточных элементов поджелудочной железы, GCSF, очевидно, можно рекомендовать в качестве лечебного препарата при данной патологии. По-видимому, с помощью GCSF можно корригировать негативное влияние на нейтрофилы не только гипергликемии, но и глюкокортикоидных гормонов. Было обнаружено, что цитокин предотвращал повреждающий эффект гидрокортизона на противогрибковую функцию нейтрофилов и может быть рекомендован для лечения грибковых заболеваний у лиц, подвергающихся длительному стрессовому воздействию [72]. В опытах на мышах SCID было показано, что GCSF значительно усиливает противоопухолеую активность препарата Rituximab в отношении роста клеток лимфомы, которую оценивали по срокам выживаемости животных. Один цитокин не оказывал противоопухолевого эффекта. Предполагается, что противоопухолевая активность Rituximab реализуется через антителозависимую цитотоксичность нейтрофилов, интенсивность которой связана с экспрессией на нейтрофилах молекулы адгезии CD11b, которую и стимулировал GCSF [15]. Особенную важность для современной медицины будет иметь GCSF, если подтвердятся данные о его положительном эффекте при лечении инфарктов миокарда. В опытах на мышах показано позитивное влияние фактора на течение инфаркта миокарда, которое регистрировалось снижением смертности в опытной группе и улучшением показателей сердечной деятельности в послеоперационном периоде [63]. Естественно, интересными представляются данные о лечебном эффекте GCSF у больных с инфарктом миокарда. Показано, что при использовании цитокина в режиме мобилизации СКК у пациентов регистрировалось снижение смертности на 68 %, величины зоны инфаркта на 40 %, полости дилатации на 26 % и диастолического стресса на 70 %. При этом значительно улучшалась гемодинамика с образованием новых миоцитов с артериолами и капиллярами [63, 83]. В ближайшем будущем GCSF может стать одним из основных лекарственных препаратов, способствующих регенерации сердечной мышцы после инфаркта миокарда. Можно, по-видимому, думать о двух главных механизмах положительного эффекта GCSF при лечении инфаркта миокарда: либо фактор стимулирует пролиферацию самих кардиомиоцитов, либо регенерация поврежденной ткани идет за счет CD34 стволовых клеток, миграция которых из костного мозга резко усиливается под влиянием цитокина. Возможность дифференцировки СКК в кардиомиоциты показана многими авторами [37]. Однако здесь еще не все ясно. Несомненно, необходимо затратить много усилий на отработку эффективных доз препарата, режимов его введения. Не следует исключать и возможности негативных результатов, как это имело место в исследовании на обезьянах, где не было получено благоприятных результатов при лечении GCSF инфаркта миокарда [62, 87]. Неясным остается вопрос об отсутствии экспрессии гена GCSF в ткани сердца как до, так после экспериментального инфаркта миокарда у мышей, в отличие от генов MCSF и CSF, экспрессия которых снижается в процессе развития инфаркта [101]. Представляется несомненным участие цитокинов, секретируемых клетками сердечной ткани, в реализации процессов регенерации. Возможно, отсутствие продукции GCSF является одним из механизмов неучастия СКК, находящихся в периферической крови, в восстановительных процессах в сердечной мышце. Имеются данные, указывающие на целый ряд преимуществ терапевтического влияния GCSF на процесс регенерации сердечной мышцы после инфаркта по сравнению с такими цитокинами, как GMCSF, MCSF, SCF. Механизмы преимущества остаются пока не выясненными.
Методы пролонгирования действия фактора Было показано, что у GCSF в форме ковалентного конъюгата с полиэтиленгликолем (PegfIL-grastim) значительно возрастало время продолжительности его нахождения в сыворотке крови за счет снижения почечного клиренса. Введение измененной формы цитокина раковым больным после аутологичной трансплантации им стволовых клеток из периферической крови обусловливало более быстрое восстановление у них числа гранулоцитов и тромбоцитов по сравнению с больными, которым вводили GMCSF [70]. Увеличение продолжительности срока пребывания GCSF в сыворотке крови было достигнуто также путем его полимеризации с образованием матрикса, состоящего из самого фактора, 22 % эмульгирующего сурфактанта (poloxamer 407) и 5 % гидропропилметил целлюлозы. Введение цитокина в такой форме приводило к более ранней и более сильной мобилизации стволовых клеток в селезенку из костного мозга, по видимому, за счет большего попадания фактора в костный мозг [84]. Разрабатываются и другие подходы к усилению эффекта GCSF на процесс мобилизации СКК из костного мозга.
Например, этого можно достигнуть с помощью совместного введения GCSF с SCF или с AMD 3100 (Бициклам, антагонист CXCR4). В обоих случаях у пациентов отмечалось значительное, возможно аддитивное, увеличение числа CD34 клеток после совместного введения по сравнению с инъекцией одного GCSF [42]. До конца невыясненным остается вопрос о роли цитостатиков в феномене мобилизации СКК. При совместном введении мышам циклофосфамида (ЦФА) и GCSF на фоне возросшего (по сравнению с введением одного фактора) выхода СКК из костного мозга в циркуляцию отмечалось выраженное снижение числа примитивных СКК в костном мозге [58]. В то же время у пациентов с лимфомой без предварительных курсов химиотерапии не было обнаружено влияния ЦФА на мобилизационную активность GCSF. Только после 2–3 курсов химиотерапии отмечался стимулирующий эффект ЦФА на мобилизацию из костного мозга CD34 клеток, индуцированную цитокином [49]. Феномен мобилизации СКК Вполне вероятно, что именно GCSF войдет в историю медицины как лекарственный препарат, на основе одного из механизмов которого в настоящее время формируется принципиально новое направление в терапии многих и многих заболеваний со временного человека. Оно базируется на возможности выделения СКК не из костного мозга, а из периферической крови после введения GCSF с последующим использованием их в терапии ряда заболеваний. И что не менее важно, усиление миграции СКК из костного мозга само по себе может оказывать выраженный терапевтический эффект благодаря попаданию СКК в пораженную ткань и участию в процессах регенерации прямым (через дифференцировку в клетки данного органа) или опосредованным путем. Интересно, что феномен миграции известен давно. Описаны физиологические механизмы регуляции этого процесса позитивной и негативной направленности. Изучен целый ряд воздействий, так или иначе влияющих на выход СКК из костного мозга [1]. Понадобились годы для осознания возможности практического использования феномена миграции СКК в клинической практике. В последние годы сформировался повышенный интерес к проблеме стволовых клеток вообще и стволовых кроветворных клеток в частности. Это связано с данными о пластичности СКК. В настоящее время популяция СКК рассматривается как потенциальный источник клеток самых различных тканей организма. Понятие пластичность появилось, по-видимому, в качестве своеобразного дополнения к определению «дифференцировка», которое указывало на СКК как на клетки предшественники в основном клеток эритроидного, гранулоидного и лимфоидного рядов, макрофагов, фибробластов и некоторых других. Слово «пластичность» как бы расширяет дифференцировочные возможности СКК, так как появились данные о способности СКК дифференцироваться в клетки нервной и мышечной тканей [37]. В практике трансплантации основным источником СКК было принято считать кроветворную ткань костного мозга. В нормальной периферической крови СКК определялись в очень незначительных количествах, совершенно не пригодных для трансплантации. Однако в определенных ситуациях (гипоксия, антигенное воздействие, воспалительный процесс) количество СКК в крови значительно возрастает [1]. Было показано, что содержание СКК в периферической крови значительно возрастает и после введения GCSF.
К настоящему времени в когорту факторов, стимулирующих мобилизацию СКК из костного мозга, входят: IL-8, MIP1?, MIP2, IL-7, IL-12, GMCSF, GCSF, flt 3 лиганд, SCF, эритропоэтин, тромбопоэтин. Однако наибольшее практическое использование получил GCSF. Предполагаются два механизма, способствующих миграции СКК и их выходу из костного мозга: изменение микроокружения СКК либо их фенотипа. Здесь следует напомнить, что рецепторы для GCSF имеются на клетках разных популяций, включая сами СКК. Что касается фенотипа, то СКК из периферической крови экспрессируют значительно меньше антигена очень поздней активации VLA4 и антигена ckit, имеющих отношение к феномену оседлости СКК в костном мозге [50, 51]. Кроме того, на CD34 клетках снижается экспрессия таких адгезивных молекул, как CD44 (опосредует адгезию CD34+клеток к гиалуронану в костном мозге) и CD31+ (platelet/endothelial cell adhesion molecule 1) [41]. Было также показано, что в костном мозге после введения фактора уменьшается уровень SDF1 (chemokine stromal cell derived factor 1), но возрастает уровень рецепторов CXCR4 к нему. Уменьшение SDF1 в костном мозге, обусловленное, в основном, деградацией ферментом нейтрофильной эластазой, прямо коррелирует с мобилизацией СКК из костного мозга [66]. Кроме того, показано, что процент клеток вне цикла, в состоянии покоя, значительно ниже среди СКК в периферической крови, чем среди клеток в костном мозге [90]. Предполагается, что после взаимодействия с GCSF в костном мозге СКК сначала делятся, а уже затем мигрируют на периферию в фазе G0/G1 клеточного цикла [52]. В отношении механизмов миграции СКК в литературе нет единого мнения. Скорее всего, здесь необходимо некое активационное состояние как самих СКК (реализация первичного сигнала GCSF), так и клеточных и гуморальных факторов микроокружения (реализация вторичного сигнала цитокина). Предполагается, что в реализации последнего принимают участие IL-8 и нейтрофилы с их способностью высвобождать протеазы с последующей деградацией внеклеточного матрикса и нарушением барьеров, препятствующих выходу СКК в сосудистое русло [43]. Вполне вероятно, что эффекты GCSF на дифференцировку нейтрофилов и миграцию СКК реализуются через рецепторы различными сигнальными путями [76]. И все же прямой стимулирующий эффект GCSF на миграцию СКК находит подтверждение in vitro. Зарегистрировано увеличение спонтанной и SDF 1 индуцированной миграции CD34 в культуре клеток периферической крови доноров in vitro. Однако и здесь не был вскрыт точный механизм влияния фактора, хотя и отмечалось снижение экспрессии адгезивных молекул [95]. В то же время было обнаружено, по сравнению с донорами, снижение миграционной активности СКК из периферической крови пациентов, которым проводили аутотрансплантацию клеток костного мозга. Есть основания считать, что один из механизмов мобилизационного эффекта GCSF основан на активности матриксной металлопротеазы 9, уровень которой повышался на 2 й день после введения фактора донорам, в то время как уровень ее тканевого ингибитора, напротив, снижался [6]. Отмечено, что после введения мышам GCSF вместе с SCF репопулирующая активность клеток крови, которая отражает содержание в ней мигрировавших СКК, возрастала сразу же после окончания введения цитокинов, возвращаясь к нормальным значениям в течение 6 нед. В то же время репопулирующая активность клеток костного мозга этих мышей уменьшалась после введения цитокинов, но увеличивалась в 10 раз по сравнению с нормой через 14 дней с последующим возвращением к нормальным значениям через 6 нед. [9]. Полученные данные должны иметь непосредственное отношение к проблеме использования СКК из периферической крови и/или костного мозга с терапевтической целью у больных в зависимости от сроков их получения после введения GCSF. Помимо увеличения числа СКК в периферической крови после проведения мобилизационно го режима с помощью GCSF отмечается изменение ряда их функциональных характеристик.
Например, показано, что среди СКК из периферической крови значительно меньший процент CD34 клеток находился в фазе S + G2/M клеточного цикла и более высокий процент клеток экспрессировал антиген Thy 1 по сравнению с CD34 клетками из костного мозга [19]. Оказалось, что, несмотря на большее количество CD34 Lin в периферической крови после совместного введения донорам GCSF с SCF по сравнению с введением одного GCSF, число стволовых элементов, обладающих способностью репопулировать в организме мышей NOD/SCID, было значительно выше во втором случае, чем в первом. Более того, если CD34 CD38 AC133 СКК от доноров, которым вводили два фактора, обладали способностью дифференцироваться в CD34 клетки, то такие же элементы от доноров, которым вводили один GCSF, не могли дифференцироваться в CD34 клетки в среде без сыворотки [29]. Создается впечатление, что в случае введения одного GCSF в периферическую кровь мигрируют менее зрелые СКК. Возможно, что в основе различий в потенциальной пролиферативной активности СD34 СКК, мобилизованных в кровь с помощью GCSF, и СКК из костного мозга, лежит более высокий уровень в первых белка сурвивина—ингибитора апоптоза, накапливающегося в клетках в течение фазы G0 [22]. Выше уже говорилось о том, что процент СКК в фазах G0/G1 выше в периферической крови, чем в костном мозге. Мобилизационный эффект GCSF может быть усилен с помощью дополнительных воздействий. Так, миграция СКК усиливается при введении GCSF вместе с IL-11 [47] или SCF [18, 28]. Вполне вероятно, что комбинационный эффект GCSF и SCF связан с их синергическим стимулирующим влиянием на пролиферативную активность СКК и значительным уменьшением продолжительности фазы G0/G1. Показано, что это, в свою очередь, связано с подавлением экспрессии ингибитора циклинзависимой киназы р27 kip 1 и синергичной индукцией c fos—протоонкогена, необходимого для прогрессии клеточного цикла [20]. Выше уже говорилось, что мобилизационный эффект GCSF связывают с его стимулирующим влиянием на пролиферативную активность СКК.
Выход СКК из костного мозга возрастал также при сочетании инъекции GCSF с введением цитостатиков, например ЦФА [35]. Комбинированный стимулирующий эффект на миграцию СКК из костного мозга был получен при совместном введении мышам GCSF и хемокина MIP2 (макрофагального воспалительного белка 2) за счет подавления экспрессии L селектина на поверхности СКК и ингибиции взаимодействия СКК со стромой [98]. Гормон роста также может выступать в роли фактора, увеличивающего мобилизационный эффект GCSF [14]. Введение животным антител к ?2 интегринам LFA и Mac 1 совместно с GCSF усиливало миграцию СКК из костного мозга по сравнению с инъекцией одного GCSF, что указывает как на механизм действия GCSF, так и на возможность использования антител для усиления терапевтического эффекта цитокина [93]. В то же время имеются данные о негативном влиянии некоторых воздействий на стимулирующий мобилизационный эффект GCSF. Так, при совместном введении донорам эритропоэтина и GCSF миграция клеток была ниже, чем в случае введения одного GCSF. Значительное снижение мобилизации СКК отмечалось у крыс, которым до введения GCSF в течение длительного времени вводили эритропоэтин. Все это происходило на фоне подавления костномозгового кроветворения [67]. Предварительное облучение мышей низкими дозами также снижало мобилизационное влияние GCSF на СКК. Возможно, это было связано с индукцией выделения облученными нейтрофилами тех же ингибиторов протеиназ, так как введение животным интактных нейтрофилов отменяло данный ингибирующий эффект облучения [94]. Практическое значение имеют данные о значительно (в 10 раз) большем влиянии GCSF на выход в периферическую кровь пациентов CD34 клеток по сравнению с GMCSF [77]. Однако всегда необходимо учитывать данные о возможном отсутствии мобилизационного эффекта GCSF при различных патологических состояниях. Например, у больных с неходжкинской лимфомой эффект отсутствовал у 37 % пациентов [48]. Причины могут быть разные, но этот факт надо обязательно учитывать в каждом конкретном случае для избежания негативных результатов при последующей трансплантации клеток крови. Одним из прогностических признаков хорошей или плохой мобилизации CD34 клеток после введения GCSF может быть количество последних в периферической крови до инъекции фактора: чем меньше их было до фактора, тем хуже была мобилизация, индуцированная GCSF [65]. Было показано, что число мобилизованных CD34 клеток после введения детям GCSF было непосредственно связано с количеством гранулоцитов в периферической крови, но не с числом лимфоцитов и моноцитов, и коррелировало с уровнем IL-8 в сыворотке. Характеристика РТПХ после обработки доноров GCSF. Весьма интересные данные получены при оценке лечебной эффективности клеток периферической крови в организме реципиента после проведения процедуры мобилизации стволовых клеток. Результаты проведенных исследований дают основание значительно расширить терапевтическое использование GCSF в клинической практике. При трансплантации мышам реципиентам клеток периферической крови аллогенных доноров, полученных после введения им GCSF, отмечалось снижение выраженности острой РТПХ на фоне уменьшения уровня TNF? и при полной сохранности активности цитолитических Т лимфоцитов в реакции «трансплантат против лейкемии» [64]. При трансплантации реципиентам с гемобластозами клеток периферической крови доноров, которым вводили цитокин, регистрировалось более быстрое восстановление числа нейтрофилов на фоне снижения смертности в первые 2 года после трансплантации по сравнению с трансплантацией клеток костного мозга. В то же время в первом случае наблюдалась более выраженная поздняя РТПХ с более частыми случаями возникновения цитомегало вирусной и грибковой инфекций [3, 7]. Показано, что моноциты от доноров, которым вводили GCSF, могут быть использованы для индукции толерантности к аллотрансплантату у реципиента [27], возможно, за счет снижения антиген презентирующей активности с последующим уменьшением функций Т клеток [97]. При трансплантации реципиентам аллогенных клеток периферической крови, полученных от доноров после введения GCSF, было выявлено появление IgG антител в организме реципиентов против антигенов HLA, чего не было найдено после трансплантации клеток костного мозга. Учитывая многочисленные данные, свидетельствующие о возможном стимулирующем эффекте данного цитокина на антитело образующую функцию В клеток, предполагается его негативный вклад в патогенез развития хронической РТПХ и за счет синтеза антител [39]. Известно, что удаление Т клеток из костного мозга доноров значительно уменьшает выраженность РТПХ в организме реципиента. Однако оказалось, что при этом повышается чувствительность клеток трансплантата к цитотоксическому эффекту Т клеток реципиентов у мышей с фенотипом CD8 Leu7. Обработка этих клеток костного мозга доноров GCSF значительно снижала чувствительность клеток костного мозга, активность которых оценивали по их колониеобразующей способности к эффекту Т клеток реципиентов [23]. В целом, подытоживая данные о влиянии GCSF на популяционный состав клеток в периферической крови и костном мозге и их использовании для трансплантации пациентов, следует отметить следующее. При трансплантации СКК из периферической крови, мобилизованных с помощью GCSF, следует учитывать не только количество CD34 клеток в трансплантате, но и клеток CD56, число которых обнаруживает обратную связь со степенью выраженности хронической РТПХ. С одной стороны, этим клеткам отводится роль ингибиторов реакции ТПХ [104], с другой стороны, необходимы дальнейшие исследования влияния GCSF на количественные и функциональные параметры данной клеточной популяции. В случае трансплантации пациентам клеток периферической крови аллогенных доноров с проведенным курсом мобилизации СКК с помощью GCSF, по сравнению с интактным донорским костным мозгом, отмечается снижение выраженности острой РТПХ на фоне возрастания признаков хронической РТПХ с более ранним восстановлением в крови числа нейтрофилов и тромбоцитов. Однако оказалось, что костный мозг аллогенных доноров, обработанных GCSF, по сравнению с периферической кровью также обработанных доноров, обладал способностью индуцировать еще менее выраженную острую РТПХ и менее выраженную, позднеформирующуюся хроническую РТПХ на фоне практически одинакового по времени восстановления количества нейтрофилов и тромбоцитов в периферической крови реципиентов. Если эти данные подтвердятся, это заставит использовать для трансплантации не интактный костный мозг, не периферическую кровь после GCSF, а именно костный мозг доноров, предварительно обработанных данным цитокином. Подобного рода вывод находит подтверждение в ряде работ.
Было показано, что трансплантация реципиентам после химиотерапии с высоким риском лейкемии клеток костного мозга доноров, которым вводили GCSF, обусловливала более оптимальное приживление клеток, более выраженное восстановление иммунной системы и значительное снижение признаков II IV стадий РТПХ. При этом еще более выраженный эффект был достигнут при совместном введении GCSF и анти CD25 моноклональных антител (BasIL-iximab). В костном мозге доноров регистрировалось значительное снижение числа лимфоцитов и реверсия CD4/CD8 пропорции [103]. Негативная роль в патогенезе и негативные эффекты при введении GCSF По-видимому, многие (если не все) регуляторные эндогенные молекулы любого тканевого происхождения в определенных ситуациях несут в себе негативный потенциал, поддерживая или даже индуцируя некий патологический процесс. Не лишен этого биологического недостатка и GCSF. Оказалось, что многократное введение мышам GCSF после иммунизации коллагеном типа II способствовало развитию симптомов заболевания — артрита, индуцированного коллагеном. Этот пример может говорить о возможной провоспалительной активности фактора [12]. Последняя может иметь отношение к развитию септического шока вследствие стимулирующего влияния фактора на продукцию фермента фосфолипазы А2 в гранулоцитах [17]. Особое внимание следует уделять возможной патогенетической роли GCSF при гемобластозах. Показана повышенная чувствительность лейкемических клеток к фактору, который усиливает пролиферативную активность последних при острой миелоидной лейкемии (ОМЛ) [56]. Более того, помимо поддержания пула лейкемических предшественников при ОМЛ, GCSF обладает такой же активностью и при хронической миелоидной лейкемии (ХМЛ). Если в первом случае стимулирующий эффект фактора реализуется через паракринный механизм за счет экспрессии гена специфического фактора транскрипции, то во втором случае в основе стимулирующего эффекта GCSF лежит аутокринный механизм. Было обнаружено, что CD 34 лейкемические предшественники продуцируют данный фактор наряду с IL-3 и могут определенное время пролиферировать в культуре без добавления экзогенных цитокинов. По мере дифференцировки этих клеток в CD34 в них уменьшается продукция GCSF и IL-3 и одновременно утрачивается способность к самоподдержанию [34]. Встает вопрос о возможном практическом использовании анти GCSF терапии (специфические антитела) для лечения как ОМЛ, так и ХМЛ. В качестве аутокринного фактора роста GCSF выступает и в отношении клеток глиобластомы [53]. Как и при введении других цитокинов, при использовании GCSF в качестве лекарственного препарата регистрируются и негативные эффекты. Четкое знание их симптомов и ранняя диагностика, несомненно, поможет избежать возможных осложнений при применении GCSF. В качестве одного из наиболее существенных осложнений следует выделить влияние фактора на костную ткань. В опытах на крысах показано снижение минеральной плотности в костях после введения цитокина, увеличение количества остеокластов и поверхности остеокластов. Все это отмечалось на фоне выраженной оккупации костной ткани зрелыми нейтрофилами, которым и ставят в вину все описанные изменения в костях [80]. Описано появление артралгии при лечении GCSF больного раком легких [89]. Представляется важным учитывать и возможное негативное влияние GCSF на популяцию примитивных СКК.
Показано, что введение фактора после каждого курса (всего 6 курсов) проводимой химиотерапии на фоне увеличения содержания в костном мозге предшественников (HPPCFC, GMCFC, CAFC7) обусловливает снижение числа более примитивных СКК (CAFC28). Полученные результаты объясняют с точки зрения прямого или опосредованного влияния фактора на дифференцировку СКК в направлении более зрелых элементов в ущерб процессу самоподдержания [92]. К сожалению, в данном случае не оценивалось содержание CAFC28 в периферической крови. Возможно, следует здесь говорить о массовой миграции данных клеточных элементов из костного мозга на фоне снижения процесса обратной миграции в костный мозг. Негативным, по-видимому, следует считать опыт введения GCSF больным острой лейкемией после трансплантации костного мозга от HLA идентичных доноров-близнецов. На фоне более быстрого восстановления числа нейтрофилов регистрировалось более позднее восстановление тромбоцитопоэза с увеличенным риском развития как острой, так и хронической РТПХ, а также смертности, связанной с активностью трансплантата. Интересно, что этого не регистрировалось при трансплантации СКК из периферической крови таких же доноров. Авторы предостерегают от использования фактора в данных условиях [71].
Оказалось, что GCSF может даже стимулировать опухоли у мышей, не действуя при этом на рост опухолевых клеток в условиях in vitro. Очевиден опосредованный эффект фактора [75]. Здесь очень вероятно ингибирующее влияние GCSF на продукцию цитокинов, напрямую связанную с индукцию клеточного иммунитета.
ЛИТЕРАТУРА
1. Козлов В.А., Журавкин И.Н., Цырлова И.Г. Стволовая кроветворная клетка и иммунный ответ. — Новосибирск: Наука, 1982. — 221 с.
2. Adachi S., Kubota M., Matsubara K. et al. Role of protein kinase C in neutroT phIL- survival enhanced by gramulocyteTcolony stimulating factor // Exp. HeT matol. — 1993. — Vol. 21, № 13. — P. 1709–1713.
3. Anderson D., Defor T., Burns L. et al. A comparison of related donor peripheral blood and bone marrow transplants: Importance of late Tonset chronic graft Tver T sus Thost disease and infections // Biol. Blood Marrow Transplant. — 2003. — Vol. 9(1), № 52. — P. 6.
4. Aoki Y., Sha S., Mukai H. and Nishi Y. Selective stimulation of GTCSF gene expression in macrophages by a stimulatory monoclonal antibody as deT tected by a luciferase reporter gene assay // J. Leukoc. Biol. — 2000. — Vol. 68. — P. 757–764.
5. Arpinati M., Green C.L., Heimfeld S. et al. Granulocyte Tcolony stimulating factor mobizes T helper 2 Tinducing dendritic cells // Blood. — 2000. — Vol. 95, № 8. — P. 2484–2490.
6. Ashihara E., Shimazaki C., Uchiyama H. et al. Predictive parameters for the GT CSFTinduced PBSC mobization // The American Society of Hematology 44th Annual Meeting Abstr. — 2002. — P. 5222.
7. Bensinger W.I., Clift R., Martin P. et al. Allogeneic peripheral blood stem cell transplantation in patients with advanced hematologie malignancies: a retT rospective comparison with marrow transplantation // Blood. — 1996. — Vol. 88, № 7. — P. 2794–2800.
8. Bober L.A., Grace M.J., PuglieseTSivo C. et al. The effect of GMTCSF and GTCSF on human neutrophIL- function // Immunopharmacology. — 1995. — Vol. 29, № 2. — P. 111–119.
9. Bodine D.M., Seidel N.E., Orlic D. Bone marrow collected 14 days after in vivo administration of granulocyte colonyTstimulating factor and stem cell factor to mice has 10Tfold more repopulating abity than untreated bone marrow // Blood. — 1996. — Vol. 88, № 1. — P. 89–97.
10. Boneberg E.TM., Hareng L., Gantner F. et al. Human monocytes express functional receptors for granulocyte colonyTstimulating factor that meT diate suppression of monokines and interferonT? // Blood. — 2000. — Vol. 95, № 1. — P. 270–276.
11. Brendolan A., Higuchi M., Sibley R., Strober S. Treatment of adjuvant arthriT tis with granulocyteTcolony stimulating factor and peptide derived from heat shock protein 65 // Cell. Immunol. — 2003. — Vol. 221. — P. 6–14.
12. Campbell I.K., Rich M.J., Bischof R.J., HamIL-ton J.A. The colonyTstimulating factor and collagenTinduced arthritis: exacerbation of disease by MTCSF and GTCSF and requirement for endogenous MTCSF // J. Leukoc. Biol. — 2000. — Vol. 68. — P. 144–150.
13. Canturk Z., Canturk N.Z., Onen F. Effects of rhGTCSF on neutroph functions and survival in sepsis induced diabetic rats // Endocr. Res. — 1998. — Vol. 24, № 2. — P. 141–157.
14. CarloTStella C., Di Nicola V., Guidetti A. et al. Use of recombinant human growth hormone (rhGH) pius recombinant human gtanulocyte colonyTstimulating facT tor (rhGTCSF) for the collection of CD 34+ cells in poor mobIL-izers // The AmeriT can Society of Hematology 44th Annual Meeting Abstr.— 2002. — P. 401.
15. Czuczman M.S., Reising S., Repasky E.A. et al. Concurrent administration of gtanulocyte colonyTstimulating factor (GTCSF) or granulocyteTmonocyte colonyTstimulating factor (GMTCSF) enhance rituximab’s biological activity and upregulate CD11b in a severe combined immunodeficiency (SCID) mouse lymphoma model // The American Society of Hematology 44th Annual MeetT ing Abstr. — 2002. — P. 588.
16. de Lalla F., Nicolin R., Lazzarini L. Safety and efficacy of recombinant gtanulocyte colonyTstimulating factor as an adjunctive therapy for StrepT tococcus pneumoniae meningitis in nonTneutropenic adult patients: a pIL-ot study // J. Antimicrob. Chemotherapy. — 2000. — Vol. 46. — P. 843–846.
17. DellaPuca R., Gallicchio V.S. The regulation of phospholipaseTA2 (PLAT2) by cytokines expressing hematopoietic growthTstimulating properties // Proc. Soc. Exp. Biol. and Med. — 1996. — Vol. 122. — P. 174–184.
18. De Revel T., Appelbaum F.R., Storb R. et al. Effects of granulocyte colonyT stimulating factor and stem cell factor, alone and in combination, on the mobIL-ization of peripheral blood cells that engraft lethally irradiated dogs // Blood. — 1994. — Vol. 83. — P. 3795–3799.
19. Donahue R.E., Kirby M.R., Metzger M.E. et al. Peripheral blood CD34+ cells differ from bone marrow CD34+ cells in ThyT1 expresson and cell cycle staT tus in nonhuman primates mobized or not mobized with granulocyte colonyTstimulating factor and/or stem cell factor // Blood. — 1996. — Vol. 87, № 4. — P. 1644–1653.
20. Duarte R.F., Frank D.A.SCF and GTCSF lead to the synergistic induction of proliferation and gene expression through complementary signaling pathT ways // Blood. — 2000. — Vol. 96, № 10. — P. 3422–3430.
21. Franzke A., Piao W., Lauber J. et al. GTCSF as immune regulator in T cells exT pressing the GTCSF receptor: implications for transplantation and autoimmune diseases // Blood. — 2003. — Vol. 102, № 2. — P. 734–739.
22. Fukuda S., Foster R.G., Porter S.B., Pelus L.M. The antiapoptosis protein surT viving with cell cycle entry of normal cord blood CD34+ cells and modulates cell cycle and proliferation of mouse hematopoietic progenitor cells // Blood. — 2002. — Vol. 100, № 7. — P. 2463–2471.
23. Gerristen W.R., O’ReIL-ly R.J. Granulocyte colonyTstimulating factor (CSF) but not interleukinT1 (IL-T1), IL-T3, and granulocyteTvacrophage CSF protect bone marrow progenitor cells from suppression by allosenzitized cytokoxic T cells // Blood. — 1994. — Vol. 84, № 6. — P. 1906–1912.
24. Gottlieb R.A., Giesing H.A., Zhu J.Y. et al. Cell acidification in apoptosis: granulocyte colonyTstimulating factor delays programmed cell death in neuT trophIL-s by upTregulating the vacuolar H+TATPase // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. — 1995. — Vol. 95. — P. 5965–5968.
25. Hara H., Okada Y., Kohriya T. et al. Human GTCSF produced by adherent cells in the presence of human recombinant GMTCSF // Inter. J. Cell Cloning. — 1990. — Vol. 8. — P. 357–367.
26. Hartung T., Docke W.D., Gantner F. et al. Effect of granulocyte colonyTstimuT lating factor treatment on ex vivo blood cytokine response in human volunT teers // Blood. — 1995. — Vol. 85, № 9. — P. 2482–2489.
27. Hayamizu K., Yahata H., Shinozaki K. et al. Granulocyte colonyTstimulatT ing factorTmobIL-ized donor monocytes facitate heart allograft acceptance // Transplant. Proc. — 2000. — Vol. 32. — P. 2068–2069.
28. Hematti P., Sellers S.E., Agricola B.A. et al. Retroviral transduction effiT ciency of GTCSF+SCF mobIL-ized peripheral blood CD34+ cells is superior to GTCSF or GTCSF+FltT3TLTmobized cells in nonhuman primates // Blood. — 2003. — Vol. 101, № 6. — P. 2199–2220.
29. Hess D.A., Levac K.D., Karanu F.N. et al. Functional analysis of human hematoT poieic repopulating cells mobized with granulocyte colonyTstimulating facT tor alone versus granulocyte colonyTstimulating factor in combination with stem cell factor // Blood. — 2002. — Vol. 100, № 3. — P. 869–878.
30. Hirota M., Kadota J., Tomono K. et al. Studies on defence effects of recombiT nant human granulocyte colonyTstimulating factor (GTCSF) to infections I. InT duction of neutroph polarization by GTCSF // Kansenshogaku Zasshi. — 1990. — Vol. 64, № 4. — P. 425–429.
31. Hoglund M., Hakansson L., Venge P. Effects of in vivo administration of GTCSF on neutrophIL- functions in healthy volunteers // Eur. J. Haematol. — 1997. — Vol. 58, № 3. — P. 195–202.
32. Hu B., Yasui K. Effects of colonyTstimulating factors (CSFs) on neutroph apT optosis: possible roles at inflammatory site // Int. J. Hematol. — 1997. — Vol. 66, № 2. — P. 179–188.
33. Iwasaki H., Shimoda K., Okamura S. et al. Production of soluble granulocyte colT onyTstimulating factor receptors from myelomonocytic cells // J. Immunol. — 1999. — Vol. 163. — P. 6907–6911.
34. Jiang X., Lopez A., Holyoake T. et al. Autocrine production and action of IL-T13 and granulocyte colonyTstimulating factor in chronic myeloid leukemia // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. — 1999. — Vol. 96, № 22. — P. 12804–12809.
35. Karanth M., Harvey C., Chakrabarti S. et al. Prospective randomized study of PBSC mobIL-ization using intermediate dose cyclophosphamide and GTCSF versus alone // The American Society of Hematology 44th Annual Meeting Abstr. — 2002. — P. 326.
36. Kawamura H., Kawamura T., Kokai Y. et al. Expansion of extrathymic T cells as well as granulocytes in the liver and other organs of granulocyteTcolony stimT ulating factor transgenic mice: why they lost the abity of hybrid resistance // J. Immunol. — 1999. — Vol. 162. — P. 5957–5964.
37. Kцrbling M., Estrov Z. Adult stem cells for tissue repair — a new therapeutic concept? // N. Engl. J. Med. — 2003. — Vol. 349. — P. 570–582.
38. Lang C.H., Bagby G.J., Dobrescu C. et al. SepsisT and endotoxinTinduced increase in organ glucose uptake in leukocyteTdepleted rats // Am. J. Physiol. — 1992. — Vol. 263, № 6 (Pt. 2). — P. 1324–1332.
39. Lapierre V., Aupen A., Tayebi H. et al. Increased presence of antiTHLA antibodT ies early after allogeneic granulocyte colonyTstimulating factor — mobized peT ripheral blood hematopoietic stem cell transplantation compared with bone marT row transplantation // Blood. — 2002. — Vol. 100, № 4. — P. 1484–1489.
40. Leavey P.J., Sellins K.S., Thurman G. et al. In vivo treatment with granulocyte colonyTstimulating factor results in divergent effect on neutroph functions measure in vitro // Blood. — 1998. — Vol. 92, № 11. — P. 4366–74.
41. Lee S., Im STA., Yoo ETS. et al. MobIL-ization kinetics of CD34+ cells in associaT tion with modulation of CD44 and CD31 expression during continuous intraT venous administration of GTCSF in normal donors // Stem Cell. — 2000. — Vol. 18. — P. 281–286.
42. LIL-es W.C., Broxmeyer H.E., Rodger E. et al. Mobization and collection of CD34+ progenitor cells from normal human volunteers with AMDT3100, a CXCR4 antagonist, and GTCSF // Blood. — 2003. — Vol. 102, N 8. — P. 2728–2730.
43. Liu F., PoursineTLaurent J., Link D.C. Expression of the GTCSF receptor on hematopoietic progenitod cells is not required for their mobIL-ization by GTCSF // Blood. — 2000. — Vol. 95, № 10. — P. 3025–3031.
44. Maeda M., Watanabe N., Tsuji N. et al. Enhanced antitumor effect of recomT binant human tumor necrosis factor in combination with recombinant human granulocyte colonyTstimulating factor in BALB/c mice // Jpn. J. Cancer Res. — 1993. — Vol. 84, № 8. — P. 921–927.
45. Mannering S.I., Zhan Y., GIL-bertson B. et al. T lymphocytes from granulocyte colonyTstimulating factorT, mice produce large quantities of interferonT gamma in a chronic infection model // Immunology. — 2000. — Vol. 101, № 1. — P. 132–139.
46. McLemore M.L., Grewal S., Liu F. et al. STATT3 activation is required for norT mal GTCSFTdependent proliferation and granulocytic differentiation // ImT munity. — 2001. — Vol. 14. — P. 193–192.
47. Meng F.Y., Jiang Z.J., Yi Z.S., Xu D. Study of murine hematopoietic stem/proT genitor cell mobIL-ization by recombinant human interleukin 11 combination with granulocyte colony stimulating factor // Zhonghua Xue Ye Xue Za Zhi. — 2003. — Vol. 24, № 5. — P. 225–227.
48. Micallef I.N.M., Apostolidis J., Rohatiner A.Z.S. et al. Factors which predict unsuccessful mobIL-ization of peripheral blood progenitor cells following GTCSF alone in patients with nonTHodgkin’s lymphoma // Hematology J. — 2000. — Vol. 1, № 6. — P. 367–373.
49. Mone G.F.G., Leotta S., Mercurio S. et al. GTCSF alone or cyclophosphamide plus GTCSF allow comparable mobization of PBPC in patients affected with lymphoma and not heavy preTtreated // The American Society of HematoloT gy 44th Annual Meeting Abstr. — 2002. — P. 3272.
50. Mohle R., Haas R., Hunstein W. Expression of adhesion molecules and cTkit on CD34+ hematopoietic progenitor cells: comparison of cytokine mobIL-ized blood stem cells with normal bone marrow and peripheral blood // J. HemaT tother. — 1993. — Vol. 2. — P. 483–489.
51. Mohle R., Murea S., Kirsch M., Haas R. Differential expression of LTselectin, VLAT4 and LFAT1 on CD34+ progenitor cells from bone marrow and periphT eral blood during GTCSFTenhanced recovery // Exp. Hematol. — 1995. — Vol. 23. — P. 1535–1542.
52. Morrison S.J., Wright D.E., Weissman I.L. Cyclophosphamide/granulocyte coloT nyTstimulating factor induces hematopoietic stem cells to proliferate prior to moT bIL-ization // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. — 1997. — Vol. 94. — P. 1908–1913.
53. Mueller M.M., HeroidTMende C.C., Riede D., Lange M. Autocrine growth reguT lation by granulocyte colonyTstimulating factor and granulocyte macrophage colonyTstimulating factor in human gliomas with tumor progression // Am. J. Pathol. — 1999. — Vol. 155, № 5. — P. 1557–1567.
54. Mukae H., Zamfir D., English D. et al. Polymorphonuclear leukocytes released from the bone marrow by granulocyte colonyTstimulating factor: intravascuT lar behavior // Hematol. J. — 2000. — Vol. 1, № 3. — P. 159–171.
55. Murata K., Watanabe T., Yamashita T. et al. Modulation of rat neutrophIL- funcT tions by administration of granulocyte colonyTstimulating factor // J. LeuT koc. Biol. — 1995. — Vol. 57, № 2. — P. 250–256.
56. Murayama T., Imoto S., Natazuka T. et al. Proliferative reaction of myelogeT nous leukemia cells with cytokines GTCSF, GMTCSF, MTCSF, SCF and TPO // Nat. Library of Medicine. — 1998. — Vol. 22, № 6. — P. 557–560.
57. Nawa Y., Teshima T., Sunami K. et al. GTCSF reduces IFNTgamma and IL-T4 proT duction by T cells after allogeneic stimulation by indirectly modulating monoT cyte function // Bone Marrow Transplant. — 2000. — Vol. 25, № 10. — P. 1035–1040.
58. Nebev S., Marcus K., Mauch P. MobIL-ization of hematopoietic stem and progenT itor cell subpopulations from the marrow to the blood of mice following cyT clophosphamide and/or granulocyte colonyTstimulating factor // Blood. — 1993. — Vol. 81. — P. 1960–1967.
59. Ohls R.K., Bellis Y.M., Dupree J.C., Sklar L.C. Effects of granulocyte colonyTstimT ulating factor on neutrophIL- adhesive molecules in neonates // J. Pediatr. Hematol. Oncol. — 2001. — Vol. 23, № 8. — P. 506–510.
60. Ohsaka A., Saionji K., Kuwaki T. et al. Granulocyte colonyTstimulating factor administration modulates the surface expression of effector cell molecules on human monocytes // Br. J. Haematol. — 1995. — Vol. 91, № 2. — P. 513–515.
61. Oppenheim J.J., Howard O.M.Z., Goetzl E. Chemotactic factors, neuropepT tides, and other ligands for seven transmembrane receptors // Cytokine Reference. — 2001. — Vol. 1. — P. 985–1021.
62. Orlic D., Arai A.E., Sheikh F.H. et al. Cytokine mobIL-ized CD34+ cells do not benefit rhesus monkeys following induced myocardial infarction // The AmerT ican Society of Hematology 44th Annual Meeting Abstr. — 2002. — P. 94.
63. Orlic D., Kajstura J., Chimenti S. et al. Mobized bone marrow cells repair the inT fracted heart, improving function and survival // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. — 2001. — Vol. 98, № 18. — P. 10344–10349.
64. Pan L., Teshima T., HIL-l G.R. et al. Granulocyte colonyTstimulating factorTmoT bized allogeneic stem cell transplantation maintains graftTversusTleukemia effects through a perforinTdependent pathway whe preventing graftTversusT host disease // Blood. — 1999. — Vol. 93, № 12. — P. 4071–4078.
65. Pastore D., Specchia G., Mestice A. et al. Good and poor mobIL-izers in acute leukemia patients: analysis of factors affecting the yield // 8th Congress of the European Hematology Association Abstr. — 2003. — P. 0260.
66. Petit I., SzyperTKravitz M., Nagler A. et al. GTCSF induces stem cell mobIL-izaT tion by decreasing bone marrow SDFT1 and upTregulating CXCR4 // Nat. ImT munol. — 2002. — Vol. 3, № 7. — P. 687–694.
67. Piron M., Beguin Y. Previous intersive treatment with recombinant human erythropoetin (rHuEpo) impairs the capacity of GTCSF to mobize peripheral blood progenitor cells (PBPC) // The American Society of Hematology 44th Annual Meeting Abstr. — 2002. — P. 5157.
68. Pulendran B., Banchereau J., Burkeholder S. et al. Flt3Tligand and granuloT cyte colonyTstimulating factor mobIL-ize distinct human dendritic cell subT sets in vivo // J. Immunol. — 2000. — Vol. 165, № 1. — P. 566–572.
69. Reddy V., HIL-l G.R., Pan L. et al. GTCSF modulates cytokine profe of denT dritic cells and decreases acute graftTversusThost disease through effects on the donor rather than the recipient // Transplantation. — 2000. — Vol. 69, № 4. — P. 691–693.
70. Rifkin R.M., Beveridge R.A. Pegfgrastim (PGTCSF) facitates neutroph engraftT ment in autologous peripheral blood stem cell transplantation (PBSCT) // The American Society of Hematology 44th Annual Meeting Abstr. — 2002. — P. 5474.
71. Ringden O., Labopin M., Gorin N.C. et al. Increased risk of graftTversusThost disT ease and transplantTrelated mortality using granulocyte colonyTstimulating facT tor after allogenic bone marrow transplantation for acute leukemia // The AmeriT can Society of Hematology 44th Annual Meeting Abstr. — 2002. — P. 104.
72. RoIL-ides E., Uhlig K., Venzon D. et al. Prevention of corticosteroidTinduced supT pression of human polymorphonuclear leukocyteTinduced damage of AspergIL-T lus fumigatus hyphae by granulocyte colonyTstimulating factor and gamma inT terferon // Infection and Immun. — 1993. — Vol. 61, № 11. — P. 4870–4877.
73. Rutella S., Rumi C., Sica S., Leone G. Recombinant human granulocyte coloT nyTstimulating factor (rHuGTCSF): effects on lymphocyte phenotype and funcT tion // J. Interferon Cytokine Res. — 1999. — Vol. 19, № 9. — P. 989–994.
74. Schwarzenberger P., Huang W., Ye P. et al. Requirement of endogenous stem cell factor and granulocyte colonyTstimulating factor for IL-T17Tmediated granT ulopoiesis // J. Immunol. — 2000. — Vol. 164. — P. 4783–4789.
75. Segava K., Ueno Y., Kataoka T. In vivo tumor growth enhancement by granT ulocyte colonyTstimulating factor // Nat. Library of Medicine. — 1991. — Vol. 82, № 4. — P. 440–447.
76. Semerad C.L., PoursineTlaurent J., Liu F. et al. A role for GTCSF receptor sigT naling in the regulation of hematopoietic cell function but not lineage comT mitment or differentiation // Immunity. — 1999. — Vol. 11. — P. 153–161.
77. Shaughnessy P., Bachier C., Long L. et al. Comparison between GTCSF and GMT CSF for mobIL-ization of dendritic cells, CD34+ cells, and CD3+ cells in normal donors // The American Society of Hematology 29th Annual Meeting Abstr. — Phadelphia, 2002. — P. 042.
78. Shirafuji N., Matsuda S., Ogura H. et al. Granulocyte colonyTstimulating facT tor stimulates human mature neutrophic granulocytes to produce interferT onTalpha // Blood. — 1990. — Vol. 75, № 1. — P. 17–19.
79. Sloand E.M., Kim S., Maciejewski J.P. et al. Pharmacologic doses of granuloT cyte colonyTstimulating factor affect cytokine production by lymphocytes in vitro and in vivo // Blood. — 2000. — Vol. 95, № 7. — P. 2269–2274.
80. Soshi S., Takahashi H.F., Tanizawa T. et al. Effect of recombinant human granT ulocyte colonyTstimulating factor (rh GTCSF) on rat bone: inhibition of bone formation at the endosteal surface of vertebra and tibia // Nat. Library of Medicine. — 1996. — Vol. 58, № 5. — P. 337–340.
81. Sunami T., Kondo J., Chatake T. et al. XTray analyses of d(GCGAAAGC) and d(GXGAAAGCT), where X = 2’TdeoxyT5Tiodocytidine // Nucleic Acids Res. SupT pl. — 2001. — № 1. — P. 191–192.
82. Suzuki S., Kobayashi M., Chiba K. et al. Autocrine production of epithelial cellT derived neutrophIL- attractantT78 induced by granulocyte colonyTstimulating factor in neutrophIL-s // Blood. — 2002. — Vol. 99, № 5. — P. 1863–1865.
83. Takano H., Ohtsuka M., Akazawa H. et al. Pleiotropic effects of cytokines on acute myocardial infarction: GTCSF as a novel therapy for acute myocardial infT arction // Nat. Library of Medicine. — 2003. — Vol. 9, № 14. — P. 1121–1127.
84. Talmadge J.E., Chavez J.M., Blonder J.M. et al. Increased bioactivity by GTCSF formulated in a matrix with sustained release and marrowTtargeting characterT istics // The American Society of Hematology 44th Annual Meeting Abstr. — Phadelphia, 2002. — P. 5240.
85. Tanimura M., Kobichi H., Utsumi T. et al. Neutroph priming by granuloT cyte colonyTstimulating factor and its modulation by protein kinase inhibT itors // Biochem. Pharmacol. — 1992. — Vol. 44, № 6. — P. 1045–1052.
86. Terashima T., Coejima K., Waki Y. et al. Neutrophs activates by granuloT cyte colonyTstimulating factor suppress tumor necrosis factorTalpha reT lease from monocytes stimulated by endotoxin // Am. J. Respir. Cell. Mol. Biol. — 1995. — Vol. 14, № 1. — P. 69–73.
87. Tonako H., Ohtsuka M., Akazawa H. et al. Pleiotropic effects of cytokines on acute myocardial infarction: GTCSF as a novel therapy for acute myocardial inT farction // Curr. Pharm. Des. — 2003. — Vol. 9, № 14. — P. 1121–1127.
88. Tsuji T., Sugimoto K., Yanai T. et al. Induction of granulocyteTmacrophage colT onyTstimulating factor (GMTCSF) and granulocyte colonyTstimulating factor (GT CSF) expression in bone marrow and fractionated marrow cell populations by interleukin 3 (IL-T3): IL-T3Tmediated positive feedback mechanisms of granuT lopoiesis // Nat. Library of Medicine. — 1994. — Vol. 11, № 1. — P. 71–79.
89. Tsukadaira A., Okubo Y., Takashi S. et al. Repeated arthralgia associated with granulocyte colonyTstimulating factor administration // Ann. Rheum. Dis. — 2002. — Vol. 61. — P. 849–850.
90. Uchida N., He D., Fiera A.M. et al. The unexpected G0/G1 cell cycle status of mobized hematopoitic stem cells from peripheral blood // Blood. — 1997. — Vol. 89. — P. 465–472.
91. Valente J.F., Alexander J.W., Li B.G. et al. Effect of in vivo infusion of granuT locyte colonyTstimulating factor on immune function // Shock. — 2002. — Vol. 17, № 1. — P. 23–29.
92. Van Os R., Robinson S., Sheridan T., Mauch P.M. Granulocyte colonyTstimuT lating factor impedes recovery from damage caused by cytotoxic agents through increased differentiaton at the expense of selfTrenewal // Stem Cells. — 2000. — Vol. 18. — P. 120–127.
93. Velders G.A., Pruijt J.F.M., Verzaal P. et al. Enhancement of GTCSFTinduced stem sell mobIL-ization by antibodies against the beta 2 integrins LFAT1 and MacT1 // Blood. — 2002. — Vol. 100, № 1. — P. 327–333.
94. Velders G.A., Van Os R., Hagoort H. et al. Inhibition of stem cell mobization by low dose total body irradiation // 8th Congress of the European HematolT ogy Association Abstr. — Lyon, 2003. — P. 0445.
95. Voermans С., Kooi M.L.K., Rodenhuis S. et al. In vitro migratory capacity of CD34+ cells is related to hematopoietic recovery after autologous stem cell transplantation // Blood. — 2001. — Vol. 97, № 3. — P. 799–804.
96. Vollmar B., Messner S., Wanner G.A. et al. Immunomodulatory action of GTCSF in a rat model of endotoxinTinduced liver injury: an intravital microscopic analT ysis of Kupffer cell and leukocyte response // J. Leukoc. Biol. — 1997. — Vol. 62, № 6. — P. 710–718.
97. Volpi L., Perruciao K., Tosti A. et al. Postgrafting administration of granuloT cyte colonyTstimulating factor impairs functional immune recovery in recipT ients of human leukocyte antigen haplotypeTmismatched hematopoietic transT plants // Blood. — 2001. — Vol. 97. — P. 2514–2521.
98. Wang J., Mukaida N., Zhang Y. et al. Enhanced mobization of hematopoietic progenitor cells by mouse MIPT2 and granulocyte colonyTstimulating factor in mice // J. Leukoc. Biol. — 1997. — Vol. 62. — P. 503–509.
99. Watari K., Ozawa K., Tajika K. et al. Production of human granulocyte coloT ny stimulating factor by various kinds of stromal cells in vitro detected by enzyme immunossay and in situ hybridization // Stem Cells. — 1994. — Vol. 12. — P. 416–423.
100. Weiss M., GrossTWeege W., Harms B. et al. Fgrastim (RHGTCSF) related moduT lation of the inflammatory response in patients at risk of sepsis or with sepsis // Cytokine. — 1996. — Vol. 8. — P. 260–265.
101. Woldbaek P.R., Hoen I.B., Cheistensen G., Tonnessen T. Gene expression of colT ony Tstimulating factors and stem cell factor after myocardial infarction in the mouse // Acta Phisiol. Scand. — 2002. — Vol. 175, № 3. — P. 173–181.
102.Xu S., Hoglund M., Hakansson., Venge P. Granulocyte colonyTstimulating factor (GTCSF) induces the production of cytokines in vivo // Br. J. HaeT matol. — 2000. — Vol. 108, № 4. — P. 848.
103. Xun C., Ji S., Chen H. et al. A successful approach of GTCSF primed hapT loidentical bone marrow transplantation without exTvivo T cell depletion for highTrisk leukemia // Biol. Blood and Marrow Transplant. — 2003. — Vol. 9, № 2. — P. 4.
104.Yamasaki S., Henzan H., Ohno Y. et al. Influence of transplanted dose of CD56+ cells on development of graftTversusThost disease in patients reT ceiving GTCSFTmobized peripheral blood progenitor cell from HLATidenT tical sibling donors // Bone Marrow Transplant. — 2003. — Vol. 32, № 5. — P. 505–510.
105. Yoshino T., Tamura M., Hattori K. et al. Effects of recombinant human granuT locyte colonyTstimulating factor on neutrophfunction in normal rats // Int. J. Hematol. — 1991. — Vol. 54, № 6. — P. 455–462.
106. Zavala F., Abad S., Ezine S. et al. GTCSF therapy of ongoing experimental allerT gic encephalomyelitis via chemokineT and cytokineTbased immune deviation // J. Immunol. — 2002. — Vol. 168. — P. 2011–2019.
107. Zavala S., Masson A., Hadaya K. et al. Granulocyte colonyTstimulating factor treatment of lupus autoimmune disease in MRLTlpr/lpr mice // J. Immunol. — 1999. — Vol. 163. — P. 5125–5132.
108. Zeng D., DejbakhshTJones S., Strober S. Granulocyte colonyTstimulating facT tor reduces the capacity of blood mononuclear cells to induce graftTversusT host disease: impact on blood progenitor cell transplantation // Blood. — 1997. — Vol. 90, № 1. — P. 453–463.
Granulocyte colonystimulating factor (GCSF): physiological activity, pathophysiological and therapeutic questions V.A. Kozlov Institute of Clinical Immunology, Siberian Branch of the Russian Academy of Medical Sciences, Novosibirsk
Literature data on the functional activity of GCSF in normal and pathological conditions are presented. The possibity of using GCSF as a therapeutic preparation is discussed. A special attention is paid to the use of the cytokine in treatment of myocardial infarction as well as to the use in auto and allogenic stem cells transplantation (bone marrow and peripheral blood cells). Some negative features in the cytokine functioning and its use as a medical preparation are mentioned. (Cytokines and Inflammation. 2004. Vol. 3, № 2. P. 3–15.)